Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition -- Thai Version (2011)

Below is the uncorrected machine-read text of this chapter, intended to provide our own search engines and external engines with highly rich, chapter-representative searchable text of each book. Because it is UNCORRECTED material, please consider the following text as a useful but insufficient proxy for the authoritative book pages.

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 105 4 การดูแลทางการสัตวแพทย์ (Veterinary Care) ก ารดูแลทางการสัตวแพทย์เป็นส่วนประกอบจำ�เป็นอย่างยิ่งของโปรแกรมการดูแลและการใช้สัตว์ จุดมุ่งหมายหลักอันดับแรกของสัตวแพทย์คือเพื่อควบคุมความเป็นอยู่ที่ดีและให้การดูแลทางคลินิก แก่สัตว์ที่ถูกใช้ในการวิจัย การสอนและการแพร่ขยายพันธุ์ ภารกิจนี้ครอบคลุมถึงการตรวจสอบและ ส่งเสริมความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์ตลอดเวลาระหว่างการใช้และทุกช่วงเวลาตลอดชีวิตของสัตว์ ความเป็นอยู่ ที่ดีของสัตว์ถูกกำ�หนดโดยการคำ�นึงถึงตัวบ่งชี้ทางกายภาพ ทางสรีรวิทยาและพฤติกรรมซึ่งผันแปรตาม ชนิดของสัตว์ จำ�นวน ชนิดของสัตว์และการใช้สัตว์ที่เลี้ยงอยู่ในสถาบันอาจมีอิทธิพลต่อความซับซ้อนของ โปรแกรมสัตวแพทย์ซึ่งต้องจัดให้มีการให้ดูแลอย่างมีคุณภาพสูงและมีมาตรฐานตามหลักจริยธรรมโดยมิได้ คำ�นึงถึงจำ�นวนหรือชนิดสัตว์ที่มีอยู่ โปรแกรมการดูแลทางการสัตวแพทย์อย่างเพียงพอประกอบด้วยการประเมินความเป็นอยูทดของสัตว์่ ี่ ี และการจัดการอย่างมีประสิทธิภาพของสิ่งเหล่านี้ การจัดหาและการขนส่งสัตว์ เวชกรรมป้องกัน (รวมถึง การกักกัน ชีวนิรภัยของสัตว์และการเฝ้าระวังโรค) โรคที่มีอาการทางคลินิก การทุพพลภาพและผลต่างๆ ที่เกี่ยวข้องกับสุขภาพ โรคที่เกี่ยวข้องกับการทดลอง การทุพพลภาพและผลอื่นๆ ที่ตามมา การทำ�ศัลยกรรมและการดูแลรอบด้านก่อน ระหว่างและหลังการทำ�ศัลยกรรม ความเจ็บปวดและการทรมาน การทำ�ให้สลบและการระงับความเจ็บปวด การุณยฆาต 105 

106 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง โปรแกรมการดู แ ลทางการสั ต วแพทย์ เ ป็ น หน้ า ที่ ค วามรั บ ผิ ด ชอบของสั ต วแพทย์ ผู้ รั บ ผิ ด ชอบ (Attending Veterinarian, AV) ผู้ซึ่งได้รับวุฒิบัตร หรือได้รับการฝึกอบรม หรือมีประสบการณ์ด้านวิทยาศาสตร์ และอายุรศาสตร์สัตว์ทดลอง หรือมิฉะนั้น มีคุณสมบัติเหมาะสมในการดูแลสัตว์ชนิดที่ถูกใช้ งานบางด้าน ในโปรแกรมการดูแลทางการสัตวแพทย์สามารถปฏิบัติโดยบุคคลอื่นนอกเหนือจากสัตวแพทย์หนึ่งท่าน แต่ควรตังกลไกเพือการสือสารโดยตรงและสม่�เสมอเพือให้แน่ใจว่ารายละเอียดข่าวสารทีทนเวลาและถูกต้อง ้ ่ ่ ำ ่ ่ ั ถูกประสานไปยังสัตวแพทย์ผรบผิดชอบเกียวกับปัญหาต่างๆ ทีเกียวข้องกับสุขภาพ พฤติกรรมและสวัสดิภาพ ู้ ั ่ ่ ่ ของสัตว์ และเช่นนั้นจึงให้มีการรักษาหรือทำ�การการุณยฆาตอย่างเหมาะสม AV ควรให้การแนะแนวต่อ นักวิจัยและบุคลากรทั้งหมดผู้เกี่ยวข้องในการดูแลและการใช้สัตว์เพื่อให้แน่ใจว่าการสัตวบาล การจับสัตว์ การรักษาทางอายุรกรรม การทำ �ให้อยู่นิ่ง การทำ � ให้ซึม การระงับความเจ็บปวด การทำ � ให้สลบและ การุณยฆาตอย่างเหมาะสม รวมทั้ง AV ควรให้แนวทางและกำ�กับดูแลโปรแกรมศัลยกรรมและการดูแล รอบด้านก่อน ระหว่างและหลังการทำ�ศัลยกรรมที่เกี่ยวข้องกับสัตว์ การจัดหาและการขนส่งสัตว์ การจัดหาสัตว์ สัตว์ทุกตัวต้องได้มาอย่างถูกต้องตามกฎหมาย และสถาบันผู้รับสัตว์ควรทำ�ให้แน่ใจว่าการดำ�เนินการ ทั้งหมดที่เกี่ยวข้องกับการจัดหาสัตว์ถูกดำ�เนินการด้วยวิธีที่ถูกกฎหมาย ก่อนการจัดหาสัตว์นักวิจัยหลักควร ยืนยันว่ามีสถานที่และความชำ�นาญอย่างพอเพียงเพื่อให้ที่อยู่และจัดการสัตว์ชนิดที่ต้องการ การจัดหาสัตว์ ควรถูกเชื่อมโยงกับการได้รับการอนุมัติการใช้และจำ�นวนสัตว์โดย IACUC มาก่อน (ดูบทที่สอง การทบทวน โปรโตคอล) ถ้าสุนัขและแมวได้รับมาจากแหล่งสุ่มต่างๆ เช่น สถานที่สงเคราะห์สัตว์หรือที่พักสัตว์จรจัด สัตว์ ควรถูกบ่งชีตวด้วยรอยสัก หรือเครืองหมายประจำ�ตัวอิเลคโทรนิกทีฉดไว้ใต้ผวหนัง (NRC 2009b) เครืองหมาย ้ ั ่ ่ ี ิ ่ ระบุตวดังกล่าวอาจบ่งชีวาสัตว์ตวนันเคยเป็นสัตว์เลียง และถ้าเป็นเช่นนันควรเสาะหาผูเป็นเจ้าของสัตว์ ควร ั ้่ ั ้ ้ ้ ้ มีความตั้งใจต่อสถานะของสัตว์ชนิดที่ควรคำ�นึง ซึ่งสำ�นักงานปลาและสัตว์ป่าได้จัดทำ�และปรับปรุงรายการ สัตว์ชนิดทีถกคุกคามหรือใกล้สญพันธุให้ทนสมัยทุกปี (DOI 2007)* ควรเก็บรักษาบันทึกและเอกสารแบบฟอร์ม ู่ ู ์ ั อื่นๆ ของสัตว์ที่สถาบันได้รับมาเพื่อให้นักวิจัยของสัตว์นั้น ควรประเมินผูคาทีมศกยภาพเพือคุณภาพของสัตว์ทจดหาให้ กฎหมายระบุวาผูคาสัตว์ทแพร่ขยายพันธุ์ ้ ้ ่ ี ั ่ ี่ ั ่ ้ ้ ี่ อย่างเจาะจง (เช่น ผูค้ากลุ่มเอ ทีถูกจัดโดยกระทรวงเกษตรของสหรัฐฯ) ให้ข้อมูลเป็นประจำ�ซึ่งอธิบายสถานะ ้ ่ ทางพันธุกรรมและพยาธิสภาพของฝูงสัตว์หรือสัตว์แต่ละตัว และประวัติทางคลินิกที่เกี่ยวข้อง (เช่น สถานะ *สำ�หรั บ สถานะภาพของสั ต ว์ ป่ า ในประเทศไทยสามารถสอบถามได้ จ ากกรมอุ ท ยานแห่ ง ชาติ สั ต ว์ ป่ า และ พันธุ์พืช กรมประมง และกรมวิชาการเกษตร 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 107 ทราบหรือไม่สามารถควบคุมพื้นฐานที่มาของสัตว์จากแหล่งเหล่านี้ และมีโอกาสนำ�ความเสี่ยงต่อสุขภาพ ต่างๆ สู่บุคลากรและสัตว์อื่นๆในอาคาร ควรจัดสร้างตั้งฝูงเพาะขยายพันธุ์สัตว์บนพื้นฐานความจำ�เป็น และจัดการโดยสอดคล้องกับหลักเกณฑ์การลดจำ�นวนสัตว์ เช่น การเก็บแช่เยือกแข็งของสายพันธุหรือเชือสาย ์ ้ สัตว์ฟันแทะ (Robinson et al. 2003) การขนส่งสัตว์ การขนส่ ง สั ต ว์ ถู ก กำ � กั บ ดู แ ลโดยหน่ ว ยงานควบคุ ม ของสหรั ฐ ฯ และองค์ ก ารระหว่ า งประเทศ ต่างๆ กฎข้อบังคับสวัสดิภาพสัตว์ (USDA 1985) กำ�หนดมาตรฐานสำ�หรับการขนส่งระหว่างรัฐ และการ ส่งออก/นำ�เข้าของสัตว์ชนิดที่ถูกควบคุม สมาคมการขนส่งทางอากาศระหว่างประเทศ (IATA) ปรับปรุงกฎ ข้อบังคับสำ�หรับสัตว์มชวตให้ทนสมัยทุกปี และ สายการบินและหลายประเทศสมาชิกของ IATA ตกลงปฏิบตตาม ีีิ ั ั ิ กฎข้อบังคับเหล่านี้เพื่อทำ�ให้มั่นใจว่าการขนส่งสัตว์ทางอากาศปลอดภัยและมีมนุษยธรรม (IATA2009) ศูนย์ควบคุมและป้องกันโรค และ USDA ดำ�เนินการให้ปฏิบัติตามกฎข้อบังคับเพื่อป้องกันการนำ� การติดต่อ หรือการแพร่ของโรคติดต่อต่างๆ และควบคุมการนำ�เข้าของสัตว์หรือผลิตภัณฑ์ใดๆ ซึ่งสามารถนำ�โรคสัตว์ สู่คน สำ�นักงานบริการปลาและสัตว์ป่าของสหรัฐฯ ควบคุมการนำ�เข้า/การส่งออกสัตว์ป่ามีกระดูกสันหลัง และไม่มีกระดูกสันหลัง และเนื้อเยื่อของสัตว์เหล่านั้น สำ�นักงานบริการปลาและสัตว์ป่าได้รับมอบหมายเป็น ตั ว แทนแห่ ง ชาติ เ พื่ อ อนุ สั ญ ญาว่ า ด้ ว ยการค้ า ซึ่ ง สั ต ว์ ป่ า และพื ช ป่ า ชนิ ด ที่ ใ กล้ สู ญ พั น ธุ์ ร ะหว่ า งประเทศ (CITES) ยังควบคุมการเคลื่อนย้ายของสัตว์ในบัญชี CITES ซึ่งเกิดจากการเพาะพันธุ์ในสถานที่เลี้ยง รวมทั้ง สัตว์จ�พวกลิง (DOI 2007) สถาบันควรติดต่อหน่วยงานผูมอ�นาจเพือให้มนใจว่าปฏิบตสอดคล้องกับข้อบังคับ ำ ้ ี ำ ่ ั่ ั ิ ต่างๆ ที่ตรงประเด็น และข้อกำ�หนดการขนส่งที่ต้องทำ�สำ�หรับสัตว์เพื่อการข้ามเขตแดนระหว่างประเทศ รวมทั้งข้อกำ�หนดต่างๆ ที่ไม่ใช่ของประเทศปลายทาง สิ่งตีพิมพ์ของ NRC เรื่อง ข้อแนะนำ�สำ�หรับการขนส่ง สัตว์ทดลองอย่างมีมนุษยธรรม ให้การทบทวนในเรื่องนี้อย่างละเอียด (NRC 2006) เอกสารอ้างอิงเพิ่มเติม เรื่องการขนส่งสัตว์มีในภาคผนวก ก. การขนส่งสัตว์อาจทำ�ระหว่างสถาบัน ภายในสถาบัน หรือ ระหว่างแหล่งผู้ค้าหรือไม่เป็นผู้ค้า และ สถานที่วิจัย การขนส่งสัตว์ป่าอาจเกิดขึ้นระหว่างตำ�แหน่งที่จับและสถานที่กักชั่วคราวในพื้นที่ ควรมีการ วางแผนการขนส่งสัตว์ทุกรูปแบบทั้งหมดเพื่อให้มั่นใจว่าสัตว์ปลอดภัยและมีความเป็นอยู่ที่ดี กระบวนการ ขนส่งควรให้สัตว์มีระดับชีวนิรภัยอย่างเหมาะสม (ดูคำ�นิยามในหน้า 109) ขณะที่ลดความเสี่ยงต่อโรคสัตว์ สู่คนให้มีน้อยที่สุด การป้องกันการเผชิญสภาพแวดล้อมที่รุนแรง การหลีกเลี่ยงการอยู่อย่างแออัดมากเกินไป การให้สัตว์ได้ตามความจำ�เป็นทางกายภาพ ทางสรีระหรือพฤติกรรมและความสบาย และปกป้องสัตว์ และบุคลากรจากการบาดเจ็บต่อร่างกาย (Maher and Schub 2004) การเคลื่อนย้ายสัตว์ภายในหรือระหว่างตำ�แหน่งหรือสถาบันต่างๆ ควรถูกวางแผนและประสานงาน โดยบุคคลผู้รับผิดชอบและได้รับการฝึกฝนอย่างดี ณ สถานที่ส่งและรับเพื่อลดเวลาส่งต่อหรือการรับล่าช้าลง ให้เหลือน้อยที่สุด ควรประสานงานการขนส่งเพื่อให้แน่ใจว่าสัตว์มาถึงในระหว่างชั่วโมงทำ�งานตามปกติ 

108 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง หรือมีผรบสัตว์เหล่านีถาการขนส่งเกิดนอกเวลา การมอบหมายหน้าทีและการมอบหน้าทีให้ทำ�แทนแก่บคลากร ู้ ั ้้ ่ ่ ุ ที่เหมาะสม ผู้มีความรู้เกี่ยวกับความจำ�เป็นของสัตว์ชนิดที่ถูกขนส่งจะช่วยให้มั่นใจว่าการขนส่งสัตว์มีการ สื่อสารและการวางแผนอย่างมีประสิทธิภาพ (AVMA 2002) สัตว์ทั้งหมดที่อยู่ระหว่างรอส่งต่อภายในสถาบันและระหว่างสถาบันหรือรอศาลตัดสิน ควรมากับ เอกสารที่เหมาะสมเพื่อลดความล่าช้าในการส่งและการรับให้มีน้อยที่สุด เอกสารอาจประกอบด้วยใบรับรอง สุขภาพ ที่อยู่ของสถาบันผู้ส่งและผู้รับ และข้อมูลของผู้ติดต่อ และใบอนุญาตจากหน่วยงานตามความจำ�เป็น สำ�หรับสัตว์ทมาจากแหล่งทีไม่ใช่การค้า เป็นความสำ�คัญโดยเฉพาะสำ�หรับสัตวแพทย์หรือผูท�การแทน ี่ ่ ้ ำ สัตวแพทย์เพือทบทวนสถานะสุขภาพ และความต้องการทีอยูและการสัตวบาลก่อนการมอบอำ�นาจการขนส่ง ่ ่ ่ สัตว์ การกระทำ�เช่นนี้จะทำ�ให้มั่นใจว่าการได้ปฏิบัติการกักกันสัตว์ที่เข้ามาอย่างมีประสิทธิภาพ และสนอง ความต้องการพิเศษใดๆ ทีจ�เป็นเพือให้มนใจว่าสัตว์มความเป็นอยูทด(ี Otto and Tolwani 2002) การพิจารณา ่ำ ่ ั่ ี ่ ี่ เป็นพิเศษอาจมีความจำ�เป็นสำ�หรับการขนส่งสัตว์ในบางสภาวะต่างๆ เช่น สัตว์ทตงท้อง ก่อนหรือหลังคลอด ี่ ั้ และสูงอายุ สัตว์ที่มีภาวะอันเป็นเงื่อนทางการแพทย์ต่างๆมาก่อนแล้ว (เช่น ป่วยเป็นโรคเบาหวาน) และสัตว์ ที่ผ่านการทำ�ศัลยกรรมโดยผู้ผลิตสัตว์ (FASS 2010) ถึงแม้วาการรับรองชีวนิรภัยสำ�หรับสัตว์ระหว่างการขนส่งเป็นสิงสำ�คัญเสมอ แต่ยงต้องให้ความสำ�คัญ ่ ่ ั อย่างยิ่งสำ�หรับสัตว์ฟันแทะที่มีภูมิคุ้มกันก้ำ�กึ่ง สัตว์ที่ได้รับการดัดแปลงทางพันธุกรรมและสัตว์ปลอดเชื้อ จำ�เพาะ (Jacoby and Lindsey 1998) สำ�หรับสัตว์เหล่านี้ บรรจุภัณฑ์สำ�หรับขนส่งที่ถูกเสริมให้แข็งแรงซึ่งใช้ แล้วทิง รวมทังมีชองระบายอากาศทีถกป้องกันด้วยแผ่นกรอง และมีแหล่งอาหารและน้�อยูพร้อมภายใน ช่วย ้ ้ ่ ู่ ำ ่ ให้มั่นใจว่าการปนเปื้อนจุลชีพไม่เกิดขึ้นระหว่างการรอส่งต่อ ผู้ค้ามีประสบการณ์ในการขนส่งสัตว์และมัก ใช้ระบบการขนส่งและขั้นตอนกระบวนการอย่างเฉพาะเจาะจงเพื่อลดการปนเปื้อนเชื้อให้มีน้อยที่สุด การขนย้ายสัตว์ฟันแทะที่ไม่เป็นการค้าและระหว่างสถาบันทำ�ให้มีความเสี่ยงของการปนเปื้อนจุลชีพสูงกว่า เพราะผูทเกียวข้องต่างๆอาจขาดความรูและความสามารถทางชีวนิรภัยของสัตว์ทตองมีเพือการรักษาสถานะ ้ ี่ ่ ้ ี่ ้ ่ ทางสุขภาพของสัตว์ ความเสี่ยงที่เกี่ยวเนื่องกับการปนเปื้อนจุลชีพบนพื้นผิวของบรรจุภัณฑ์ระหว่างรอส่งต่อ สามารถลดได้โดยการฆ่าเชื้อผิวด้านนอกของบรรจุภัณฑ์ ณ พื้นที่สะอาดของอาคารสัตว์ (NRC 1996, 2006) ไม่แนะนำ�การขนส่งสัตว์โดยยานพาหนะส่วนตัวเพราะมีโอกาสความเสียงต่างๆ ทางชีวนิรภัย ความปลอดภัย ่ สุขภาพและความเชื่อมั่นของสัตว์ บุคลากร และ สถาบัน สำ�หรับสัตว์น้ำ�และสัตว์สะเทินน้ำ�สะเทินบก ต้องมีการพิจารณาเป็นพิเศษสำ�หรับการขนส่งในน้ำ� หรือสภาพแวดล้อมที่มีความชื้นอย่างพอเพียง และควรให้ความใส่ใจเป็นพิเศษเพื่อหลีกเลี่ยงอุณหภูมิเกิน ขีดจำ�กัดสำ�หรับสัตว์เลือดเย็น ในทุกกรณี ควรจัดให้มีสถานที่สำ�หรับการขนของขึ้น และขนของลงเพื่อการขนย้ายสัตว์ที่สถาบัน ควร มีสถานที่และวิธีปฏิบัติต่างๆ เพื่อช่วยให้มั่นใจว่าสภาพแวดล้อม ณ จุดที่กำ�หนดไม่เกิดความเสี่ยงต่อ ความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์หรือความปลอดภัยของบุคลากร ในเวลาที่มีอุณหภูมิเกินขีด การขนส่งสัตว์อาจเกิด 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 109 อันตรายต่อความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์และไม่อาจทำ�ได้ยกเว้นมีวิธีการขนส่งที่ให้ความร้อนหรือความเย็น (Robertshaw 2004; Schrama et al. 1996) เวชศาสตร์ป้องกัน การป้องกันโรคเป็นส่วนประกอบสำ�คัญยิ่งของโปรแกรมการดูแลทางการสัตวแพทย์และชีวนิรภัย ทีละเอียดถีถวน เวชศาสตร์ปองกันทีมประสิทธิภาพส่งเสริมคุณค่าของสัตว์ในงานวิจยโดยการมีสตว์ทมสขภาพ ่ ่้ ้ ่ ี ั ั ี่ ี ุ ดี และลดแหล่งของตัวแปรทีไม่ได้เกิดจากการวิจยซึงเกียวข้องกับโรคและการติดเชือในระยะทียงไม่แสดงอาการ ่ ั ่ ่ ้ ่ ั ให้มีน้อยที่สุด ดังนี้จึงลดการสูญเสียสัตว์และผลกระทบที่อาจเป็นไปได้ต่อความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์ให้มีน้อย ทีสด โปรแกรมเวชศาสตร์ปองกันประกอบด้วยการผนึกรวมกันของหลายส่วนประกอบต่างๆ รวมทังนโยบาย ่ ุ ้ ้ วิธีดำ�เนินการและอุปกรณ์ที่เกี่ยวข้องกับการกักกันสัตว์และการให้สัตว์ปรับตัว และการแยกสัตว์โดยชนิด แหล่งที่มา และสภาวะสุขภาพ ชีวนิรภัยสำ�หรับสัตว์ ชีวนิรภัยสำ�หรับสัตว์หมายถึงมาตรการทั้งหมดที่ทำ�เพื่อระบุ จำ�กัด ป้องกัน และกำ�จัดการติดเชื้อ ที่รู้หรือไม่รู้ซึ่งอาจเป็นสาเหตุของโรคที่แสดงอาการทางคลินิก หรือเปลี่ยนแปลงผลตอบสนองต่างๆ ทาง สรีระและพฤติกรรม หรืออีกอย่างหนึ่งโดยทำ�ให้สัตว์ไม่เหมาะสมสำ�หรับการวิจัย ควรใช้การปฏิบัติชีวนิรภัย สำ�หรับสัตว์กับสัตว์ทุกชนิด แต่สำ�คัญที่สุดเมื่อเลี้ยงสัตว์ จำ�นวนมากในสภาพแออัด (เช่น สัตว์ฟันแทะที่เป็นสัตว์ ทดลอง) การจำ�กัดไม่ให้สัตว์ถูกคุกคามโดยต้นเหตุต่างๆ ของโรคติดเชือต้องคำ�นึงถึงแบบแปลนอาคารทางกายภาพ ้ และวิธการปฏิบตทใช้ การแบ่งอุปกรณ์และกรงสะอาดแยก ี ั ิ ี่ จากสิ่งที่สกปรก และบางครั้งรวมบุคลากรที่เกี่ยวข้อง มักเป็นพื้นฐานสู่ความสำ�เร็จ โปรแกรมชีวนิรภัยสำ�หรับสัตว์ที่ประสบผลสำ�เร็จรวบรวมส่วนประกอบต่างๆ ได้แก่ วิธีดำ�เนินการซึ่ง ทำ�ให้มนใจว่ายอมให้เฉพาะสัตว์ทมสขภาพตามทีระบุวาเหมาะสมเท่านันเข้าในอาคาร บุคลากรและวัสดุภณฑ์ ั่ ี่ ี ุ ่ ่ ้ ั ต่างๆ โดยเฉพาะสิงกินได้นนไม่เป็นตัวพาเชือโรค (fomites) การปฏิบตตางๆ ซึงลดโอกาสการปนเปือนเชือถ้า ่ ั้ ้ ั ิ ่ ่ ้ ้ มีเชื้อโรคติดต่อติดมาโดยบังเอิญ ระบบที่มีอยู่อย่างครอบคลุมเพื่อการประเมินสถานะสุขภาพของสัตว์ รวม ทั้งการเข้าถึงสัตว์ทั้งหมดและการกักเก็บ และมีการทำ�ลายเชื้อให้หมดไปถ้าทำ�ได้ ส่วนประกอบที่เกี่ยวข้อง ได้แก่ วิธีดำ�เนินการสำ�หรับประเมินและเลือกแหล่งจัดหาสัตว์ (วิธีเหล่านี้อาจรวมการกักกันและการกำ�หนด สถานะสุขภาพสัตว์ถ้าไม่ทราบ) การรักษาสัตว์หรือผลิตภัณฑ์ของสัตว์เหล่านั้น ณ ทางเข้าเพื่อลดความเสี่ยง ต่อโรคให้เหลือน้อยที่สุด (เช่น การฆ่าเชื้อที่ผิวของไข่ปลา) โปรแกรมการควบคุมสัตว์ก่อความรำ�คาญ 

110 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง ที่ครอบคลุมซึ่งอาจมีการประเมินสถานะสุขภาพของสัตว์ในธรรมชาติ วิธีดำ�เนินการเพื่อให้แน่ใจว่าชีววัตถุ ทังหมดทีให้แก่สตว์ปลอดจากการปนเปือน และวิธด�เนินการเพือการขนส่งสัตว์ทงภายในและภายนอกอาคาร ้ ่ ั ้ ี ำ ่ ั้ (เช่น การเคลือนย้ายสัตว์ไปยังห้องปฏิบตการ และสถานทีอนๆ นอกอาคารสัตว์อาจท้าทายต่อชีวนิรภัยสำ�หรับ ่ ั ิ ่ ื่ สัตว์) (Balaban and Hampshire 2001) รายละเอียดเพิ่มเติมที่เกี่ยวข้องกับหัวข้อเหล่านี้กล่าวไว้ในบทที่สอง ซึ่งเกี่ยวกับอาชีวอนามัยและความปลอดภัย การกักกัน และ การพักเพื่อปรับสภาพร่างกาย การกักกันเป็นการแยกสัตว์ที่ได้รับมาใหม่จากสัตว์ทั้งหลายที่มีอยู่แล้วในอาคารด้วยวิธีซึ่งป้องกันการ แพร่สงปนเปือนต่างๆทีอาจมีอยู่ จนกระทังทราบสภาวะทางสุขภาพและสถานะทางจุลชีพทีอาจเป็นไปได้ของ ิ่ ้ ่ ่ ่ สัตว์ทได้รบมาใหม่นน การขนส่งอาจก่อให้กดความเครียดและอาจเหนียวนำ�ให้การติดเชือทีไม่แสดงอาการซึง ี่ ั ั้ ิ ่ ้ ่ ่ มีอยู่แล้วในตัวสัตว์ให้ปะทุขึ้นมาอีกโดยไม่แสดงอาการซึ่งสัตว์อาจมีเชื้ออยู่ก่อนแล้ว โปรแกรมการกักกันอย่างมีประสิทธิภาพลดโอกาสการนำ�เชื้อโรคเข้าไปสู่ฝูงสัตว์ที่มีอยู่เดิมให้น้อยลง ที่สุด บุคลากรทางสัตวแพทย์ควรมีวิธีดำ�เนินการเพื่อประเมินสุขภาพ และถ้าเหมาะสมควรประเมินสถานะ ทางพยาธิสภาพของสัตว์ทรบมาใหม่ วิธด�เนินการทีใช้ควรเป็นวิธปฏิบตทยอมรับได้ทางสัตวแพทย์ และปฏิบติ ี่ ั ี ำ ่ ี ั ิ ี่ ั ตามกฎระเบียบของรัฐบาลกลางและของรัฐที่ประยุกต์ใช้กับโรคสัตว์สู่คน (Butler et al. 1995) วิธีด�เนินการ ำ เพื่อโปรแกรมการกักกันอย่างมีประสิทธิภาพมีประโยชน์โดยเฉพาะอย่างยิ่งต่อการจำ�กัดการคุกคามของโรค สัตว์สู่คนที่มาจากสัตว์จ�พวกลิง เช่น การติดเชื้อเชื้อมายโคแบคทีเรียมต่างๆ ทำ�ให้จำ�เป็นต้องมีบรรทัดฐาน ำ เฉพาะสำ�หรับการจัดการสัตว์เหล่านี้ (Lerche et al. 2008; Roberts and Andrews 2008) ควรมีรายละเอียดจากผู้ค้าเกี่ยวกับคุณภาพสัตว์อย่างพอเพียงเพื่อให้สัตวแพทย์สามารถกำ�หนดระยะ เวลาการกักกัน ระบุโอกาสความเสียงต่างๆ ต่อบุคลากรและสัตว์ทมอยูในฝูง กำ�หนดว่าต้องจัดการรักษาก่อน ่ ี่ ี ่ หรือไม่ก่อนที่สัตว์จะพ้นจากระยะกักกัน และในกรณีสัตว์ฟันแทะเพื่อตัดสินใจว่าจำ�เป็นต้องทำ�ให้ปลอดเชื้อ โรคเฉพาะบางอย่าง (rederivation) โดยวิธีผ่าตัดทำ�คลอดผ่านทางหน้าท้องหรือการถ่ายฝากตัวอ่อนหรือไม่ อาจไม่ตองการกักกันโรคสัตว์ฟนแทะถ้ามีขอมูลปัจจุบนจากผูคาหรือผูจดหาสัตว์ทสมบูรณ์อย่างเพียงพอและ ้ ั ้ ั ้ ้ ้ั ี่ เชือถือได้ทกำ�หนดสภาวะทางสุขภาพของสัตว์ทรบเข้ามาและได้คำ�นึงถึงโอกาสของการรับเชือโรคระหว่างการ ่ ี่ ี่ ั ้ รอส่งต่อ เมื่อตัดสินว่ามีการกักกัน ควรแยกการจัดการสัตว์จากการส่งแต่ละครั้ง หรือแยกขังสัตว์ออกจากการ ส่งสัตว์ครั้งอื่น เพื่อป้องกันการติดเชื้อโรคติดต่อระหว่างกลุ่ม สัตว์ฟันแทะและสัตว์อื่นๆ ที่ถูกเคลื่อนย้ายออกนอกอาคารสัตว์เพื่อการปฏิบัติต่างๆ (เช่น การฉาย ภาพ หรือ การทดสอบพฤติกรรม) อาจจำ�เป็นต้องเลี้ยงแยกจากฝูงสัตว์ตั้งต้นจนกว่าสถานะทางสุขภาพจะถูก ประเมินเสร็จ ทั้งนี้ขึ้นอยู่กับสถานะทางสุขภาพของฝูงสัตว์ตลอดจนโปรแกรมชีวนิรภัยของสัตว์ ณ ที่อยู่ ไม่ว่าสัตว์จะถูกกักกันหรือไม่ก็ตาม สัตว์ที่รับเข้ามาใหม่ควรได้รับระยะเวลาเพื่อปรับสภาพทางสรีระ 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 111 ทางพฤติกรรมและทางโภชนะก่อนการถูกใช้ (Obernier and Baldwin 2006) ความยาวนานของระยะปรับตัว จะขึ้นอยู่กับวิธีและระยะเวลาการขนส่งสัตว์ ชนิดของสัตว์และการใช้สัตว์ตามที่ต้องการ ควรพิจารณาการ ให้การช่วยเหลือให้สัตว์ปรับตัวได้ (เช่น การตัดขนแกะก่อนการนำ�เข้ามาในโรงเรือนในอาคาร) ความจำ�เป็น ของระยะเวลาปรับตัวได้ถูกยืนยันในหนูเมาส์ หนูแรท หนูตะเภา ลิงและแพะ และเวลาสำ�หรับการปรับตัวมี ความสำ�คัญสำ�หรับสัตว์ชนิดอื่นๆด้วย (Capitanio et al. 2006; Conour et al. 2006; Kagira et al. 2007; Landi et al. 1982; Prasad et al. 1978; Sanhouri et al. 1989; Tuli et al. 1995) การแยกสัตว์จากกันตามสภาวะสุขภาพและชนิดของสัตว์ มีการแนะนำ�ให้แยกสัตว์แต่ละชนิดจากกันทางกายภาพเพือป้องกันการติดต่อโรคระหว่างสัตว์ตางชนิด ่ ่ กัน และเพื่อจำ�กัดความกระวนกระวาย และการเปลี่ยนแปลงทางสรีระและทางพฤติกรรมที่อาจเกิดขึ้นจาก ความขัดแย้งกันระหว่างสัตว์ต่างชนิด (Arndt et al. 2010) การแยกจากกันนี้มักทำ�สำ�เร็จได้โดยการแยกเลี้ยง สัตว์ต่างชนิดไว้ต่างห้องกัน แต่ในบางกรณีอาจเลือกวิธีอื่น เช่น ห้องย่อย (cubicles) หน่วยที่มีการไหลของ อากาศผ่านแผ่นกรอง (Laminar flow units) กรงที่มีอากาศผ่านการกรอง หรือแยกการระบายอากาศ และไอ โซเลเตอร์ (isolators ระบบการให้สัตว์อาศัยอยู่มีระบบแยกการระบายอากาศ) ในบางกรณีอาจยอมให้มีการ เลี้ยงสัตว์หลายชนิดในห้องเดียวกัน ตัวอย่างเช่น ถ้าสัตว์ทั้งสองชนิดมีสภาวะการติดเชื้อก่อโรคได้เหมือนกัน และมีพฤติกรรมที่เข้ากันได้ (Pritchett-Corning et al. 2009) หรือสัตว์น�ต่างๆ ตราบที่ใช้อุปกรณ์สำ�หรับจับ ้ำ สัตว์สำ�หรับแต่ละระบบต่างๆ แยกจากกัน สัตว์บางชนิดอาจมีการติดเชื้อต่างๆ แบบไม่แสดงอาการหรือเชื้ออยู่ในระยะฟักตัวที่สามารถเกิด โรคติดต่อสู่สัตว์ชนิดอื่น ตัวอย่างดังต่อไปนี้อาจช่วยกำ�หนดความจำ�เป็นเพื่อให้มีการเลี้ยงสัตว์แต่ละชนิด แยกจากกัน เชื้อ Helicobacter bilis สามารถติดต่อในหนูแรทและหนูเมาส์ และอาจทำ�ให้เกิดโรคในสัตว์ทั้ง สองชนิด (Haines et al. 1998; Jacoby and Lindsey 1998; Magio-Price et al. 2002) ให้ถือตามกฎว่า ลิงโลกใหม่ (จากอเมริกาใต้และอเมริกากลาง) ลิงโลกเก่าจากอาฟริกาและลิง โลกเก่าจากเอเซีย ควรถูกแยกเลียงต่างห้อง โรคไข้เลือดออกในลิง (Renquist 1990) และโรคภูมคมกัน ้ ิ ุ้ บกพร่องจากไวรัสในลิง (Hirsch et al. 1991; Murphey-Corb et al. 1986) ตัวอย่างเช่นที่เป็น สาเหตุของการติดเชื้อในลิงอาฟริกาโดยไม่มีอาการแต่ทำ�ให้ลิงเอเซียเกิดโรคที่มีอาการทางคลินิก ควรเลียงสัตว์บางชนิดแยกห้องกันแม้วาสัตว์เหล่านีมาจากพืนทีทางภูมศาสตร์แห่งเดียวกัน ตัวอย่าง ้ ่ ้ ้ ่ ิ เช่น ลิงกระรอก (Saimiri sciureus) และ ทามารีน (Sagyubys ieduoys) อาจมีเชื้อเฮอพีไวรัส ในระยะฟักตัว(Herpesvirus saimiri และ H. tamainus ตามลำ�ดับ) ซึ่งสามารถติดต่อและทำ�ให้ owl 

112 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง monkeys (Aotus trivirgatus) เกิดโรคร้ายแรงถึงตายได้ (Barahoma et al. 1975; Hunt and Melendez1966; Murphy et al. 1971) อาจจำ�เป็นต้องเลี้ยงสัตว์ชนิดเดียวกันแยกออกจากกัน เมื่อได้รับสัตว์มาจากหลายท้องที่ หรือหลาย แหล่ง ไม่ว่าจากแหล่งทางการค้าหรือจากสถาบัน ที่มีสภาพทางพยาธิที่แตกต่าง ตัวอย่างเช่น การคำ�นึงถึง โรคไทโรไวรัสในหนูแรท (rat theilovirus) โรคไวรัสตับอักเสบในหนูเมาส์ โรคเหงือกอักเสบจากเชื้อแบคทีเรีย ในปลาเรนโบว์เทราท์ โรคติดเชื้อ Pasteurella multocida ในกระต่าย เชื้อ Macacine herpesvirus 1 (B virus) ในลิงมาแคค และโรค Mycoplasma hyopneumoniae ในสุกร การเฝ้าระวัง การวินิจฉัย การรักษา และ การควบคุมโรค ควรสังเกตสัตว์ทุกตัวโดยเจ้าหน้าที่ผู้ได้รับการฝึกอบรมให้รู้จักอาการนั้นๆ เพื่อดูอาการ การเจ็บป่วย การบาดเจ็บหรือการมีพฤติกรรมผิดปกติ ตามกฎการสังเกตอาการควรทำ�อย่างน้อยทุกๆวัน แต่อาจจัดการ สังเกตบ่อยกว่านีตามเหตุอนสมควร เช่น ในช่วงระยะเวลาหลังการผ่าตัด เมือสัตว์เจ็บป่วยหรือมีความบกพร่อง ้ ั ่ ทางกายภาพ หรือเมื่อสัตว์มีอาการใกล้จุดสิ้นสุดการทดลอง ควรใช้การตัดสินใจโดยผู้เชี่ยวชาญเพื่อแน่ใจว่า ความถี่และวิธีการสังเกตอาการช่วยลดความเสี่ยงของสัตว์แต่ละตัวและไม่มีผลกระทบต่อการวิจัยซึ่งใช้สัตว์ มีวิธีการเฝ้าระวังและการวินิจฉัยโรคที่เหมาะสม ควรรายงานอย่างทันทีเมื่อพบการตายแบบกระทัน หันและอาการเจ็บป่วย ความทรมาน หรือความผิดปกติของสัตว์และตรวจสอบตามความจำ�เป็นเพื่อให้แน่ใจ ว่ามีการดูแลทางสัตวแพทย์อย่างเหมาะสมและทันเวลา ควรแยกขังสัตว์ทแสดงอาการของโรคติดต่อออกจาก ี่ สัตว์ที่มีสุขภาพดี หากพบหรือคาดว่าสัตว์ทั้งห้องสัมผัสเชื้อโรคติดต่อ (เช่น เชื้อวัณโรคในลิง) ควรให้สัตว์ กลุ่มนั้นอยู่ด้วยกันระหว่างขั้นตอนการวินิจฉัย รักษาและควบคุมโรค วิธการป้องกัน วินจฉัย และรักษาโรคควรเป็นวิธปฏิบตทางสัตวแพทย์ซงยอมรับกันในปัจจุบน โปรแกรม ี ิ ี ั ิ ึ่ ั การตรวจสอบสุขภาพยังมีโปรแกรมสุขภาพทางสัตวแพทย์เพื่อกลุ่มหรือฝูงสัตว์ส�หรับปศุสัตว์ และโปรแกรม ำ ตรวจสอบสุขภาพเพือฝูงสัตว์ส�หรับสัตว์น�และสัตว์ฟนแทะ การเข้าถึงการบริการทางห้องปฏิบตการวินจฉัย ่ ำ ้ำ ั ั ิ ิ ช่วยอำ�นวยความสะดวกต่อการดูแลทางสัตวแพทย์ และสามารถรวมถึงการศึกษาทางพยาธิวิทยาด้วยการ ผ่าซากและจุลพยาธิวิทยา โลหิตวิทยา จุลชีววิทยา ปราสิตวิทยา เคมีคลินิก ชีววิทยาโมเลกุลวินิจฉัยและ ซีรั่มวิทยา ถ้าตรวจพบโรคๆหนึ่งหรือเชื้อก่อโรคชนิดหนึ่งในสถานที่หรือฝูงสัตว์ สัตวแพทย์ควรเป็นผู้เลือก การบำ�บัดรักษาโดยปรึกษาหารือกับนักวิจัย ถ้าสัตว์ยังคงอยู่ในการทดลองแผนการรักษาที่เลือกควรได้ผล ตามเหตุผลและเมื่อเป็นไปได้ทำ�ให้กระบวนการวิจัยผันแปรน้อยที่สุด การติดเชือจุลชีพโดยไม่แสดงอาการ (ดูภาคผนวก ก. พยาธิวทยา พยาธิวทยาคลินก และปราสิตวิทยา) ้ ิ ิ ิ มักเกิดบ่อยในการเลี้ยงสัตว์ฟันแทะแบบดั้งเดิม แต่สามารถพบในโรงเลี้ยงที่ถูกออกแบบและมีการผลิต 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 113 และการใช้สัตว์ฟันแทะซึ่งปลอดโรคถ้าส่วนประกอบของสิ่งขวางกั้นจุลชีพชำ�รุด ตัวอย่างของการติดเชื้อโรค อย่างไม่แสดงอาการแต่อาจเหนียวนำ�ให้ภมคมกันเปลียนแปลง หรือเปลียนการตอบสนองทางสรีระ เภสัชวิทยา ่ ู ิ ุ้ ่ ่ หรือพิษวิทยา ได้แก่ เชื้อไวรัสโนโร (noroviruses) เชื้อไวรัสพาโว (parvoviruses) เชื้อไวรัสตับอักเสบใน หนูเมาส์ (mouse hepatitis virus) เชื้อลิมโพซิติกโคริโอเมนิงไจติส (Lymphocytic choriomenigitis virus) และ เฮลิโคแบคเตอร์(Helicobacter spp.) (Besselsen et al. 2008; Clifford and Watson 2008; NRC 1991a,b,c) ลักษณะต่างๆของโปรแกรมการเฝ้าระวังสุขภาพของสัตว์ฟนแทะและกลยุทธ์ตางๆ เพือเก็บรักษาสัตว์ฟนแทะ ั ่ ่ ั ให้ปลอดจากเชือโรคเฉพาะต่างๆ ถูกกำ�หนดโดยสิงเหล่านีได้แก่ วัตถุประสงค์ทางวิทยาศาสตร์ของโปรโตคอล ้ ่ ้ แต่ละเรื่อง ผลลัพธ์ที่เกิดจากการติดเชื้อในสัตว์ฟันแทะสายพันธุ์เฉพาะ โอกาสของโรคสัตว์ติดคน และผล ข้างเคียงต่างๆ ที่เชื้อโรคเหล่านั้นอาจมีต่อสัตว์ตัวอื่นๆ หรือโปรโตคอลเรื่องอื่นๆภายในอาคาร วิธีการหลักต่างๆ สำ�หรับการตรวจสอบการติดเชื้อไวรัสคือการทดสอบทางน้ำ�เหลือง (เช่น flow cytometric bead immunoassays, immunofluorescent assays) แต่วิธีอื่นๆ ได้แก่ การวิเคราะห์ดีเอ็นเอด้วย การใช้ ปฏิกิริยาลูกโซ่ (PCR) การเพาะเชื้อแบคทีเรีย การตรวจทางเคมีคลินิก (เช่น lactate dehydrogenase virus) จุลพยาธิวิทยา และเทคนิคสมัยใหม่ต่างๆ ซึ่งได้ถูกตรวจสอบยืนยัน สามารถถูกใช้เพื่อการวินิจฉัย หรือยืนยัน เนื้องอกต่างๆ ชนิดที่ปลูกถ่ายได้ เนื้องอกจากเซลล์สองชนิดที่มารวมกัน (hybridomas) เซลล์ที่เพาะ เลี้ยงอย่างต่อเนื่อง (cell lines) ผลิตภัณฑ์จากเลือด และชีวภัณฑ์อื่นๆ สามารถเป็นแหล่งของเชื้อไวรัสของ หนูและคนซึงสามารถปนเปือนสัตว์ฟนแทะ หรือมีความเสียงต่อบุคลากร (Nicklas et al. 1993) มีวธวเคราะห์ ่ ้ ั ่ ิีิ ที่เร็วและมีประสิทธิผลเพื่อตรวจสอบการปนเปื้อนและควรถูกพิจารณาก่อนการนำ�ชีวภัณฑ์นี้ไปใช้ในสัตว์ (Peterson 2008) เพราะว่าโปรแกรมการตรวจสอบสุขภาพขึ้นอยู่กับขนาดและความซับซ้อนของโปรแกรม ชนิดของสัตว์ ทีเกียวข้องและความสนใจด้านการวิจยของสถาบัน รายละเอียดต่างๆเกียวกับโปรแกรมการตรวจสอบสุขภาพ ่ ่ ั ่ สำ�หรับสัตว์ทกชนิดอยูนอกขอบเขตของข้อแนะนำ� มีเอกสารอ้างอิงให้ไว้ในภาคผนวก ก. (ในหัวข้อ การสำ�รวจ ุ ่ โรค การวินิจฉัยโรค และการรักษา พยาธิวิทยา พยาธิวิทยาคลินิกและปราสิตวิทยา และ เอกสารอ้างอิงต่างๆ เฉพาะสำ�หรับสัตว์แต่ละชนิด) การดูแลทางคลินิกและการจัดการ สัตว์ที่มีสุขภาพดีและได้รับการดูแลอย่างดีเป็นสิ่งที่จำ�เป็นต้องมีเป็นข้อเบื้องต้นสำ�หรับวิทยาศาสตร์ ซึ่งมีคุณภาพที่ใช้สัตว์เป็นพื้นฐาน โครงสร้างของโปรแกรมการดูแลทางสัตวแพทย์มีสัตวแพทย์ซึ่งมีคุณสมบัติ เหมาะสมจำ�นวนหนึ่ง ควรมีความเหมาะสมเพื่อตอบสนองความต้องการของโปรแกรม ซึ่งจะผันแปร โดย สถาบันแต่ละแห่ง ชนิดสัตว์ทถกใช้ และลักษณะของการใช้สตว์ สัตวแพทย์ควรมีความคุนเคยกับสัตว์ชนิด ี่ ู ั ้ 

114 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง ทีใช้และการใช้สตว์อย่างหลากหลายในโปรแกรมการวิจย การสอน การทดสอบหรือการผลิต และมีการเข้าถึง ่ ั ั เวชระเบียนและการทดลอง เพื่อให้การดูแลทางคลินิกอย่างมีประสิทธิภาพ การจัดการทางการแพทย์ ควรมีวิธีซึ่งทันเวลาและถูกต้องเพื่อการสื่อสารการผิดปกติใดๆ หรือข้อกังวลต่างๆ เกี่ยวกับสุขภาพสัตว์ พฤตกรรม และความเปนอยทดของสตวไปยงสตวแพทย์ หรอผทไดรบมอบหมายแทน ความรบผดชอบของการ ิ ็ ู่ ี่ ี ั ์ ั ั ื ู้ ี่ ้ ั ั ิ สอสารขอกงวลตางๆขนอยกบบคลากรทงหมดผเกยวของกบการดแลและการใชสตว์ การรายงานควรมการคด ื่ ้ ั ่ ึ้ ู่ ั ุ ั้ ู้ ี่ ้ ั ู ้ั ี ั กรองจัดกลุ่มสัตว์ป่วยตามความรุนแรงเพื่อให้มั่นใจว่าสัตว์ที่จำ�เป็นมากที่สุดได้รับการดูแลในอันดับแรกและ สัตวแพทย์หรือผู้ที่ได้รับมอบหมายแทน ควรทำ�การประเมินสัตว์เพื่อกำ�หนดลำ�ดับการรักษาอย่างเหมาะสม การทดลองซึงได้วางแผนมาอย่างดีพร้อมกับการกำ�หนดเค้าโครงจุดสินสุดการทดลองทางวิทยาศาสตร์ ่ ้ และทางมนุษยธรรมไว้อย่างชัดเจนจะช่วยให้มนใจว่าแผนรองรับสิงทีเกิดขึนโดยบังเอิญมีอยูเพือรองรับปัญหา ั่ ่ ่ ้ ่ ่ ที่อาจเกิดระหว่างการทดลอง (ดูบทที่ 2 จุดสิ้นสุดการทดลองทางวิทยาศาสตร์และทางมนุษยธรรม) สำ�หรับ สัตว์ในโปรโตคอลการวิจยสัตวแพทย์หรือผูทได้รบมอบหมายแทน ควรพยายามทุกวิถทางเพืออภิปรายปัญหา ั ้ ี่ ั ี ่ ใดๆ กับนักวิจย หรือหัวหน้าโครงการเพือพิจารณาร่วมกันในแนวทางการรักษาหรือการปฏิบตอย่างเหมาะสม ั ่ ั ิ ปัญหาต่างๆ ทีมซ�ซากหรือสำ�คัญเกียวข้องกับสุขภาพสัตว์ทดลองควรถูกสือสารไปยัง IACUC และการรักษา ่ ี ้ำ ่ ่ และผลลัพธ์ทั้งหมดควรถูกจดบันทึก (USDA 1997) การดูแลฉุกเฉิน ต้องมีวีธีดำ�เนินการอยู่พร้อมสำ�หรับการดูแลฉุกเฉินทางสัตวแพทย์ทั้งระหว่างชั่วโมงทำ�งานตามปกติ และนอกเวลา วีธีดำ�เนินการเหล่านั้นต้องทำ�ให้ง่ายต่อการรายงานโดยฉับพลันเมื่อมีสัตว์บาดเจ็บ เจ็บป่วย หรือตาย ต้องมีสัตวแพทย์ หรือผู้ที่ได้รับมอบหมายแทนอยู่เพื่อประเมินสภาวะของสัตว์ รักษาสัตว์ สอบสวน การตายที่เกิดขึ้นอย่างไม่ได้คาดการณ์ หรือแนะนำ�ให้ทำ�การุณยฆาตในทันที ในกรณีปัญหาสุขภาพเร่งด่วน ถ้าผู้รับผิดชอบ (เช่น นักวิจัย) ไม่อยู่ หรือนักวิจัยและสัตวแพทย์ไม่เห็นพ้องกันในด้านการรักษา ต้องให้ สัตวแพทย์ผู้มีอำ�นาจหน้าที่โดยได้รับมอบหมายจากผู้บริหารอาวุโสของสถาบัน (ดูบทที่ 2 ผู้บริหารสถาบัน และสัตวแพทย์ผู้รับผิดชอบ) และจาก IACUC ทำ�การรักษาสัตว์ ปลดสัตว์ออกจากการทดลอง หรือให้การ ดำ�เนินการอย่างเหมาะสมเพือบรรเทาความเจ็บปวดอย่างรุนแรงหรือทุกข์ทรมาน หรือทำ�การุณยฆาตถ้าจำ�เป็น ่ การเก็บเอกสาร เวชระเบียนเป็นองค์ประกอบสำ�คัญของโปรแกรมการดูแลทางการสัตวแพทย์ทได้ถกพิจารณาว่าสำ�คัญ ี่ ู ต่อการบันทึกความเป็นอยูทดของสัตว์ตลอดจนการติดตามการดูแลและการใช้สตว์ ณ สถานที่ สัตวแพทย์ควร ่ ี่ ี ั 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 115 เกี่ยวข้องกับการริเริ่ม การทบทวน และการตรวจสอบเวชระเบียนและบันทึกการใช้สัตว์ (Field et al. 2007; Sucknow and Doerning 2007) บันทึกทังหมดทีเกียวข้องกับการดูแลและการใช้สตว์ตองสอดคล้องกับกฎหมาย ้ ่ ่ ั ้ ของรัฐบาลกลางและกฎข้อบังคับต่างๆที่เกี่ยวข้องกับยาสำ�หรับมนุษย์และสัตว์ เมื่อมีการตรวจสถานที่ (โดย IACUC) ควรทบทวนหลักฐานการใช้ยาและวิธีดำ�เนินการเก็บยา ศัลยกรรม ผลลัพธ์ของการทำ�ศัลยกรรมที่ประสบผลสำ�เร็จต้องมีการใส่ใจอย่างเหมาะสมต่อการวางแผนก่อน การทำ�ศัลยกรรม การฝึกอบรมบุคลากร การวางยาสลบ เทคนิคปลอดเชื้อและการผ่าตัด การประเมินความ เป็นอยูทดของสัตว์ การใช้ยาระงับปวดอย่างเหมาะสมและสรีระของสัตว์ในทุกระยะของโปรโตคอลทีเกียวข้อง ่ ี่ ี ่ ่ กับทำ�ศัลยกรรมและการดูแลหลังการทำ�ศัลยกรรม (ดูภาคผนวก ก. “การวางยาสลบ ความเจ็บปวด และการ ทำ�ศัลยกรรม”) ผลกระทบแต่ละอย่างของปัจจัยเหล่านั้น จะผันแปรโดยสอดคล้องกับความซับซ้อนของ วิธีดำ�เนินการ ที่เกี่ยวข้องต่างๆ และชนิดของสัตว์ที่ใช้ การทำ�หน้าที่ร่วมกันของทีมงานในโครงการศัลยกรรม มักเป็นวิธีที่มักเพิ่มผลลัพธ์ที่ประสบความ สำ�เร็จด้วยการให้ความเห็นจากบุคคลต่างๆ ผู้มีความชำ�นาญแตก ต่างกัน (Brown and Schofield 1994; Brown et al. 1993) ควรประเมินผลลัพธ์ของการทำ�ศัลยกรรมอย่างต่อเนื่องและละเอียดถี่ถ้วนเพื่อให้แน่ใจว่าปฏิบัติตาม วิธีการที่เหมาะสมและแก้ไขให้ถูกต้องได้อย่างทันท่วงที อาจจำ�เป็นต้องมีการเปลี่ยนแปลงเทคนิคมาตรฐาน (เช่ น ศั ล ยกรรมในสั ต ว์ น้ำ � หรื อ ในภาคสนาม) แต่ ไ ม่ ค วรลดหย่ อ นความเป็ น อยู่ ที่ ดี ข องสั ต ว์ ในกรณี การเปลี่ยนแปลงควรใช้เกณฑ์การประเมินผลลัพธ์อย่างใกล้ชิดร่วมอยู่ด้วยมากกว่าการใช้การป่วยทางคลินิก และการตาย การประเมินเหล่านั้นขึ้นอยู่กับการสื่อสารระหว่างเจ้าหน้าที่เทคนิค นักวิจัยและ IACUC การฝึกอบรม นักวิจัยผู้ปฏิบัติวิธีการทางศัลยกรรมต้องผ่านการฝึกอบรมอย่างเหมาะสม เพื่อให้แน่ใจว่ามีการปฏิบัติ เทคนิคทางศัลยกรรมอย่างดี ซึ่งได้แก่ การปลอดเชื้อ การจับต้องเนื้อเยื่ออย่างนุ่มนวล การตัดเนื้อเยื่อ อย่างน้อยที่สุด การใช้เครื่องมือที่เหมาะสม การห้ามเลือดอย่างมีประสิทธิภาพ และการใช้วัสดุและวิธีผูกเย็บ ที่ถูกต้อง (Brown et al. 1993; Heon et al. 2006) อาจต้องปรับการฝึกอบรมบุคลากรให้เหมาะกับพื้นฐาน การศึกษาทีแตกต่างกันอย่างมากในสภาพแวดล้อมการวิจย ตัวอย่างเช่น บุคลากรทีได้รบการฝึกทำ�ศัลยกรรม ่ ั ่ ั ในคนมาแล้วอาจจำ�เป็นต้องถูกฝึกอบรมเรื่องความแตกต่างระหว่างสัตว์แต่ละชนิดทางกายวิภาค สรีรวิทยา และผลของยาสลบและยาระงับปวดหรือความต้องการหลังการผ่าตัด นักเทคนิคผู้ทำ�ศัลยกรรมสัตว์ฟันแทะ อาจถูกฝึกอบรมอย่างเป็นทางการมาเล็กน้อยในเรื่องเทคนิคการศัลยกรรมและการปลอดเชื้อ และอาจต้อง 

116 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง จัดให้มีการอบรมเกี่ยวกับการศัลยกรรมโดยทั่วไปตลอดจนการฝึกอบรมสำ�หรับเทคนิคเฉพาะต่างๆ ซึ่งคาด การณ์ว่าจะทำ� (Stevens and Dey 2007) มีข้อแนะนำ�สำ�หรับการฝึกอบรมสำ�หรับการทำ�ศัลยกรรมเพื่อการวิจัยโดยเหมาะสมกับพื้นฐานของ แต่ละบุคคล (ASR 2009) เพื่อช่วยเหลือสถาบันต่างๆ ในการพัฒนาโปรแกรมการฝึกอบรมอย่างเหมาะสม ทั้ง IACUC และ AV มีความรับผิดชอบต่อการพิจารณาว่าบุคลากรผู้ทำ�เทคนิคศัลยกรรมมีคุณสมบัติอย่าง เหมาะสม และได้รับการฝึกอบรมในวิธีการนั้น (Anderson 2007) การวางแผนก่อนการทำ�ศัลยกรรม การวางแผนก่อนการผ่าตัดควรรวมข้อคิดเห็นจากสมาชิกทั้งหมดของทีมศัลยกรรม (ได้แก่ ศัลยแพทย์ วิสัญญีแพทย์ สัตวแพทย์ ผู้ช่วยห้องผ่าตัด พนักงานดูแลสัตว์ และนักวิจัย) แผนการผ่าตัดควรระบุตัวบุคลากร บทบาทของเขาเหล่านันและความจำ�เป็นของการฝึกอบรม และ อุปกรณ์และครุภณฑ์ทตองจัดให้มเพือดำ�เนิน ้ ั ี่ ้ ี ่ การตามที่ได้วางแผนไว้ (Cunliffe-Beamer 1993) ตำ�แหน่งที่ตั้งและลักษณะของสถานที่ซึ่งใช้ปฏิบัติ และการ ประเมินสุขภาพและการดูแลสัตว์โดยรอบด้านทางศัลยกรรม (Brown and Schofield 1994) สัตวแพทย์ควรมี ส่วนเกียวข้องในการโต้ตอบตามเหตุผลในการเลือกยาสลบและขนาด ตลอดจนแผนสำ�หรับการใช้ยาระงับปวด ่ ถ้าต้องเปิดผ่าส่วนของร่างกายสัตว์ที่ไม่ปลอดเชื้อ เช่น ทางเดินอาหาร หรือถ้าการผ่าตัดทำ�ให้เกิดการกด ภูมคมกันการให้ยาปฏิชวนะก่อนการศัลยกรรมอาจมีความเหมาะสม (Klement et al. 1987) อย่างไรก็ดไม่ควร ิ ุ้ ี ี ให้เกิดการยอมรับว่าว่าการใช้ยาปฏิชีวนะเป็นประจำ�เพื่อทดแทนการปฏิบัติศัลยกรรมปลอดเชื้อ การวางแผนก่อนการผ่าตัดควรระบุความต้องการให้มีสิ่งต่างๆ เพื่อการตรวจสอบดูแลหลังการผ่าตัด การดูแล และการจดบันทึก รวมทังบุคลากรผูจะปฏิบตหน้าทีเหล่านี้ นักวิจยและสัตวแพทย์มความรับผิดชอบ ้ ้ ั ิ ่ ั ี ร่วมกันเพื่อให้แน่ใจว่าการดูแลหลังการผ่าตัดมีความเหมาะสม สถานที่สำ�หรับการศัลยกรรม โดยทั่วไปการผ่าตัดไร้เชื้อควรทำ�ในห้องผ่าตัดหรือพื้นที่เฉพาะเพื่อวัตถุประสงค์นี้เท่านั้น เว้นเสียว่า เป็นการยกเว้นซึ่งได้ถูกให้เหตุผลสมควร ว่าเป็นส่วนประกอบที่จำ�เป็นของแผนการวิจัย และได้รับการอนุมัติ โดย IACUC แล้ว เมื่อพิจารณาตำ�แหน่งที่เหมาะสมสำ�หรับการปฏิบัติศัลยกรรม (ไม่ว่าจะเป็น ห้องผ่าตัดที่ กำ�หนดไว้แล้ว หรือบริเวณหนึงซึงแยกส่วนออกจากกิจกรรมอืนๆ) การเลือกอาจขึนอยูกบชนิดของสัตว์ ลักษณะ ่ ่ ่ ้ ่ั ของวิธีการผ่าตัด (ใหญ่ เล็ก หรือ ฉุกเฉิน) และโอกาสสำ�หรับความผิดปกติทางกาย หรือการแทรกซ้อนหลัง การผ่าตัด เช่น การติดเชื้อ เชื้อแบคทีเรียส่วนใหญ่ถูกนำ�โดยฝุ่นละอองในอากาศหรือสิ่งของต่างๆ ดังนั้นควร ดูแลรักษาห้องผ่าตัดและการปฏิบัติด้วยวิธีซึ่งแน่ใจว่าสะอาดและลดการสัญจรที่ไม่จำ�เป็นให้เหลือน้อยที่สุด (AORN 2006; Bartey 1993) ถ้ามีความจำ�เป็นต้องใช้ห้องผ่าตัดเพื่อวัตถุประสงค์อื่นๆ จำ�เป็นต้องทำ�ให้ห้อง 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 117 กลับสู่ระดับทางสุขาภิบาลอย่างเหมาะสมก่อนใช้เป็นห้องสำ�หรับการผ่าตัดใหญ่แบบรอดชีวิต โดยทั่วไปปศุสัตว์ที่ถูกเลี้ยงเพื่อการวิจัยทางชีวการแพทย์ควรได้รับการทำ�ศัลยกรรมด้วยเทคนิคต่างๆ และในสถานที่ซึ่งสอดคล้องกับบรรทัดฐานดังได้ระบุไว้ในบทนี้ อย่างไรก็ดี วิธีดำ�เนินการเล็กน้อยและฉุกเฉิน บางอย่างที่มักปฏิบัติเสมอในการบำ�บัดโรคสัตว์ตามคลินิกและในสภาพปศุสัตว์เพื่อการค้า อาจปฏิบัติภายใต้ ภาวะภาคสนาม ถึงแม้วาถูกปฏิบตภายใต้สภาพการเกษตร อย่างไรก็ดี การดำ�เนินการต่างๆ จำ�เป็นต้องมีการ ่ ั ิ ใช้เทคนิคปลอดเชื้อ ยาระงับประสาท ยาระงับปวด ยาสลบอย่างเหมาะสมและสภาวะต่างๆ ที่ชดเชยความ เสี่ยงต่อสุขภาพและความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์ วิธีดำ�เนินการศัลยกรรม ในสภาพห้องปฏิบัติการ วิธีการศัลยกรรมแบ่งตามประเภทออกเป็นศัลยกรรมใหญ่หรือเล็ก และแบ่ง ย่อยเป็นแบบรอดชีวตและไม่รอดชีวต โดยทัวไปการผ่าตัดใหญ่แบบรอดชีวต (เช่น การผ่าช่องท้อง การผ่าช่อง ิ ิ ่ ิ อก การเปลี่ยนข้อต่อและการตัดแขนขา) ผ่าทะลุและเปิดช่องว่างในร่างกาย หรือทำ�ให้เกิดความผิดปกติต่อ หน้าที่ทางกายภาพและสรีระตามมาในที่สุด หรือเกี่ยวข้องกับการผ่าชำ�แหละหรือตัดเนื้อเยื่อออกอย่างมาก (Brown et al. 1993) การผ่าตัดเล็กเป็นแบบรอดชีวิตไม่เปิดช่องในร่างกาย และเกิดการผิดปกติเพียงเล็กน้อย หรือไม่มการผิดปกติทางกายภาพ ได้แก่ การเย็บแผล การสอดท่อในเส้นเลือดตามส่วนปลายของร่างกาย การ ี เจาะผ่านผิวหนังเพื่อเก็บตัวอย่างชิ้นเนื้อเยื่อ วิธีการทางปศุสัตว์ที่ทำ�เป็นกิจวัตร เช่น การทำ�หมันสัตว์เพศผู้ และวิธการปฏิบตสวนใหญ่ทท�เป็นกิจวัตรกับ “สัตว์ปวยนอก” เพือบำ�บัดโรคพืนฐานในคลินกสัตวแพทย์ สัตว์ ี ั ิ ่ ี่ ำ ่ ่ ้ ิ ซึ่งฟื้นตัวหลังการทำ�ปฏิบัติเล็กโดยปกติไม่แสดงอาการของความเจ็บปวดหลังการปฏิบัติที่เด่นชัด มีการ แทรกซ้อนเพียงเล็กน้อยและร่างกายกลับคืนสูการทำ�หน้าทีตามปกติได้ในระยะเวลาสัน เมือมีความพยายาม ่ ่ ้ ่ ระบุประเภทของการปฏิบัติทางศัลยกรรม ควรพิจารณาสิ่งต่างๆ เหล่านี้ ลักษณะของการปฏิบัติ ตลอดจน ขนาดและตำ�แหน่งของการผ่า (หนึ่งแห่งหรือมากกว่า) ระยะเวลาการทำ�และชนิดของสัตว์ สภาวะทางสุขภาพ และอายุของสัตว์ การทำ�ศัลยกรรมผ่านกล้องและการปฏิบัติอื่นๆที่เกี่ยวข้องกับการวิจัยทางประสาทวิทยาศาสตร์ (เช่น การผ่าสมอง และการตัดเส้นประสาท) อาจถูกจัดเป็นการผ่าตัดใหญ่หรือเล็กขึนอยูกบผลกระทบของการผ่าตัด ้ ่ั ที่มีต่อสัตว์ (Devitte et al. 2005; Hancock et al. 2005; NRC 2003; Perret-Gentil et al. 1999, 2000) ตัวอย่างเช่น เทคนิคการส่องกล้องที่ช่องท้องที่ก่อการบาดเจ็บและผลกระทบตามมาเพียงเล็กน้อย (เช่น การ แยกเพศสัตว์ปีกและการเก็บไข่) สามารถพิจารณาเป็นการผ่าตัดเล็ก ในขณะที่วิธีอื่นๆ (เช่น การตัดตับออก บางพู และการตัดถุงน้�ดี) ควรถือว่าเป็นการผ่าตัดใหญ่ ถึงแม้วาวิธการผ่าตัดเล็กผ่านกล้องมักทำ�เป็นพืนฐาน ำ ่ ี ้ กับ “สัตว์ป่วยนอก” ก็ตาม การใช้เทคนิคปลอดเชื้อ อุปกรณ์ การวางยาสลบและการระงับปวดอย่างเหมาะ สมเป็นสิ่งจำ�เป็น ไม่ว่าการทำ�ศัลยกรรมด้วยการใช้กล้องช่วยจะเป็นใหญ่หรือเล็กก็ตามควรถูกประเมินตาม แต่ละกรณีโดยสัตวแพทย์และ IACUC 

118 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง ในสภาวะฉุกเฉินต่างๆ บางครั้งต้องมีการทำ�ศัลยกรรมเพื่อแก้ไขโดยทันทีทันใดภายใต้สภาวะที่ต่ำ� กว่าสภาวะสมบูรณ์แบบ เช่น ถ้าสัตว์ตัวหนึ่งที่เลี้ยงอยู่กลางแจ้งจำ�เป็นต้องได้รับการผ่าตัด การเคลื่อนย้าย สัตว์เข้าสู่ห้องผ่าตัดสัตว์อาจไม่สะดวก หรืออาจเสี่ยงภัยต่อสัตว์ สภาวะดังกล่าวเหล่านี้มักต้องให้มีการดูแล หลังผ่าตัดอย่างเข้มงวดกว่า และอาจเสียงต่อภาวะแทรกซ้อนต่างๆ หลังการทำ�ศัลยกรรมมากกว่า การดำ�เนิน ่ การตามกระบวนการอย่างเหมาะสมต้องการสัตวแพทย์เป็นผู้ตัดสินใจ ในการทำ�ศัลยกรรมแบบไม่รอดชีวต สัตว์ถกทำ�การุณยฆาตก่อนฟืนจากสลบ อาจไม่จำ�เป็นต้องปฏิบติ ิ ู ้ ั ตามเทคนิคทุกอย่างที่กำ�หนดไว้ในบทนี้ถ้าทำ�ศัลยกรรมแบบไม่รอดชีวิต แต่อย่างน้อยที่สุดบริเวณที่ทำ�การ ผ่าตัดควรได้รับการตัดขน ศัลยแพทย์ควรสวมถุงมือและเครื่องมือต่างๆ รวมทั้งบริเวณโดยรอบควรสะอาด (Slattum et al. 1991) สำ�หรับศัลยกรรมแบบไม่รอดชีวิตซึ่งกินเวลานาน การใส่ใจต่อเทคนิคปลอดเชื้ออาจ สำ�คัญมากกว่าเพื่อให้แน่ใจว่ารูปแบบการปฏิบัติมีความคงที่และเกิดสัมฤทธิ์ผล เทคนิคปลอดเชื้อ เทคนิคปลอดเชื้อถูกนำ�มาใช้ลดการปนเปื้อนเชื้อจุลชีพสู่ระดับต่�สุดเท่าที่ปฏิบัติได้ (Mangram et al. ำ 1999) ไม่มีวิธีการอย่างใดอย่างหนึ่ง อุปกรณ์ชิ้นใดชิ้นหนึ่งหรือยาฆ่าเชื้อเพียงอย่างเดียวที่สามารถบรรลุ จุดประสงค์นั้นได้ (Schonholtz 1976) เทคนิคปลอดเชื้อต้องการข้อเสนอแนะและความร่วมมือของทุกๆ คน ผู้เข้าไปในบริเวณศัลยกรรม (Belkin 1992; McWilliams 1976) การมีส่วนร่วมและความสำ�คัญของการปฏิบัติ แต่ละอย่างเปลี่ยนแปลงตามวิธีการปฏิบัติ ไม่ว่าจะเป็นสัตว์ชนิดใดเทคนิคปลอดเชื้อรวมตั้งแต่การเตรียม สัตว์ป่วย เช่น การขจัดขนและการฆ่าเชื้อที่บริเวณผ่าตัด (Hoffmann 1979) การเตรียมตัวของศัลยแพทย์ เช่น การจัดเตรียมชุดผ่าตัด หน้ากากและถุงมือผ่าตัดปลอดเชื้อที่เหมาะสม (Chamberlain and Houang 1984; Pereira et al. 1990; Schonholtz 1976) การทำ�ให้เครื่องมือ ครุภัณฑ์และอุปกรณ์สำ�หรับฝังในร่างกาย ปลอดเชื้อโรค (Bernal et al. 2009; kagan 1992b) และการใช้เทคนิคการผ่าตัดเพื่อลดโอกาสการติดเชื้อ (Ayliffe 1991, Kagan 1992α; Lovaglio and Lawson 1995; Ritter and Marmion 1987; Schofield 1994; Whyte 1988) ขณะที่ชนิดของสัตว์อาจมีอิทธิพลต่อวิธีการซึ่งหลักเกณฑ์ต่างๆของเทคนิคปลอดเชื้อบรรลุความ สำ�เร็จตามความมุ่งหมาย (Brown 1994; Cunliffe-beamer 1983; Gentry and French 1994) การปฏิบัติ ด้วยเทคนิคที่ไม่พอเพียงหรือผิดวิธีอาจนำ�ไปสู่การติดเชื้อต่างๆโดยไม่แสดงอาการซึ่งสามารถทำ�ให้เกิดผล กระทบในทางตรงกันข้ามต่อสรีระและพฤติกรรม (Beamer 1972; Bradfield et al. 1992; Cunliffe-Beamer 1990; Waynforth 1980, 1987) มีผลต่อผลสำ�เร็จของการผ่าตัด ความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์และผลการวิจัย (Cooper et al. 2000) วิธีดำ�เนินการศัลยกรรมรอดชีวิตทั้งหมดควรปฏิบัติตามหลักเกณฑ์ของเทคนิค ปลอดเชื้อ (ACLAM 2001) ควรเลือกวิธีการเฉพาะสำ�หรับการทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคโดยยึดพื้นฐานคุณสมบัติทางกายภาพของ วัสดุต่างๆ ที่ถูกทำ�ให้ปลอดเชื้อโรค (Callahan et al. 1995; Schofield 1994) และควรใช้ตัวบ่งชี้เพื่อยืนยันว่า สิ่งของต่างๆ นั้นได้ผ่านการทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคอย่างถูกต้องแล้ว (Berg 1993) การใช้ไอน้�ร้อนในการฆ่าเชื้อ ำ 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 119 และการทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคด้วยพลาสม่าและก๊าซเป็นวิธีที่มีประสิทธิภาพที่มักใช้บ่อยเพื่อทำ�ให้เครื่องมือ และวัสดุต่างๆ ปลอดเชื้อโรค วิธีทางเลือกต่างๆ ซึ่งถูกใช้ส่วนใหญ่ในการทำ�ศัลยกรรมสัตว์ฟันแทะ ได้แก่ สารเคมีชนิดน้ำ�สำ�หรับทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคและการทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคด้วยความร้อนแห้ง ควรใช้สารเคมี ชนิดน้ำ�สำ�หรับทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคโดยให้สัมผัสด้วยเวลาพอเพียง และควรนำ�อุปกรณ์มาชะล้างด้วยน้ำ�กลั่น หรือน้�เกลือทีผานการฆ่าเชือแล้วก่อนนำ�ไปใช้ เครืองทำ�ให้ปลอดเชือโรคทีมเม็ดลูกแก้วหรือใช้ความร้อนแห้ง ำ ่ ่ ้ ่ ้ ่ ี เป็นวิธีที่สะดวก และมีประสิทธิภาพสำ�หรับการทำ�ให้ผิวหน้าที่ใช้งานของเครื่องมือผ่าตัดปลอดเชื้อได้อย่าง รวดเร็ว แต่ควรดูแลเพื่อให้มั่นใจว่าผิวหน้าของเครื่องมือนั้นได้เย็นลงอย่างพอเพียงก่อนสัมผัสเนื้อเยื่อสัตว์ เพื่อลดความเสี่ยงของการไหม้ให้มีน้อยที่สุด แอลกอฮอล์ไม่ได้เป็นสารเคมีที่ทำ�ให้ปลอดเชื้อโรคและไม่เป็น น้ำ�ยาฆ่าเชื้อระดับสูง (Rutala1990) แต่อาจยอมรับได้สำ�หรับการปฏิบัติบางอย่างถ้าใช้โดยให้สัมผัสด้วย เวลาเพียงพอ (Huerkamp 2002) การควบคุมระหว่างการผ่าตัด การตรวจสอบควบคุมการผ่าตัดอย่างรอบคอบและความเอาใจใส่อย่างทันท่วงทีต่อปัญหาต่างๆ จะ ช่วยเพิ่มความน่าจะเป็นไปได้ของความสำ�เร็จของผลการผ่าตัด (Kuhlman 2008) การควบคุมอย่างสม่�เสมอ ำ ได้แก่ การตรวจความลึกของการสลบและหน้าทีทางสรีระและสภาพต่างๆ ได้แก่ อุณหภูมของร่างกาย รูปแบบ ่ ิ และอัตราการเต้นของหัวใจและการหายใจ (Flegal et al. 2009) และความดันโลหิต (Kuhlman 2008) และควร ถูกจดบันทึกอย่างเหมาะสม การให้สลบอย่างสมดุลโดยการให้สารแก้ปวดระหว่างการผ่าตัด สามารถช่วยลด การผันแปรทางสรีระระหว่างศัลยกรรม การรักษาอุณหภูมิของร่างกายให้ปกติลดสิ่งรบกวนต่อระบบหัวใจ หลอดเลือดและการหายใจที่มีเหตุจากยาสลบให้มีน้อยลง (Dardai and Heavner 1987; Flegal et al. 2009; Fox et al. 2008) และมีความสำ�คัญโดยเฉพาะอย่างยิ่งต่อสัตว์ขนาดเล็กซึ่งมีสัดส่วนพื้นที่ผิวต่อน้ำ�หนักตัว มากกว่า จะเหนี่ยวนำ�ให้เกิดการมีอุณภูมิร่างกายต่ำ�กว่าปกติ การให้ของเหลวทดแทนอาจเป็นส่วนประกอบ ที่จำ�เป็นของการให้การบำ�บัดระหว่างการผ่าตัดขึ้นอยู่กับช่วงเวลาและลักษณะของวิธีดำ�เนินการ สำ�หรับสัตว์ น้ำ� (รวมทั้ง สัตว์สะเทินน้ำ�สะเทินบก) ควรดูแลเพื่อรักษาให้ผิวหนังชุ่มชื้นและลดการทำ�ให้แห้งระหว่างการทำ� ศัลยกรรมให้เกิดขึ้นน้อยที่สุด การดูแลหลังการผ่าตัด ส่วนสำ�คัญของการดูแลหลังการผ่าตัดคือการสังเกตสัตว์ และการดูแลตามความจำ�เป็นระหว่างการ ฟื้นตัวจากการสลบและการผ่าตัด (haskin and Eisele 1997) ความเข้มงวดของการตรวจสอบจะแปรผัน ตามชนิดของสัตว์และวิธีดำ�เนินการ และอาจเพิ่มมากขึ้นในระหว่างระยะฟื้นตัวจากสลบโดยทันที ระหว่าง ระยะนี้สัตว์ควรอยู่ในที่แห้งสะอาดและสบาย ซึ่งสัตว์ถูกสังเกตได้บ่อยๆโดยบุคลากรที่ผ่านการฝึกฝน ควรเอาใจใส่โดยเฉพาะต่อการทำ�หน้าที่ของระบบควบคุมอุณหภูมิของร่างกาย ระบบหัวใจหลอดเลือด และระบบหายใจ การสมดุลของอิเลคโตรไลท์และของเหลว และการจัดการความเจ็บปวดหรือความไม่สบาย หลังการผ่าตัด อาจให้การดูแลเพิ่มเติมตามเหตุอันควร ได้แก่ การให้ของเหลวต่างๆ เป็นเวลานานโดยการ 

120 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง ฉีดเข้าร่างกายทางหลอดเลือด ยาระงับปวดและยาอื่นๆ ตลอดจนการดูแลแผลผ่าตัด ควรเก็บรักษาประวัติ การแพทย์อย่างเหมาะสม การควบคุมหลังการฟื้นจากสลบ มักมีความเคร่งครัดน้อยกว่าระหว่างผ่าตัด แต่ควรมีความใส่ใจ ต่อหน้าที่ทางชีวภาพพื้นฐานของการกินและการขับของเสีย และต่ออาการทางพฤติกรรมของความเจ็บปวด หลังการผ่าตัด การควบคุมการติดเชื้อหลังการผ่าตัด การตรวจดูแผลผ่าตัดว่ามีการแยกออกหรือไม่ มีการ พันแผลตามความจำ�เป็นและการตัดไหม ตัวหนีบหรือลวดเย็บแผลออกตามเวลา (UFAW 1989) ความเจ็บปวดและทรมาน ส่วนประกอบที่ครบถ้วนของการดูแลทางสัตวแพทย์คือการป้องกัน หรือการบรรเทาความเจ็บปวดที่ เกียวข้องกับการปฏิบตและการศัลยกรรมในการวิจย ความเจ็บปวดเป็นประสบการณ์ซบซ้อนทีมกเป็นผลจาก ่ ั ิ ั ั ่ ั สิ่งกระตุ้นซึ่งทำ�ให้เนื้อเยื่อบาดเจ็บหรือมีโอกาสเสียหาย สิ่งกระตุ้นดังกล่าวกระตุ้นการตอบสนองทันทีด้วย ปฏิกรยาดึงกลับและหลบหลีก ประสบการณ์และความสามารถในการตอบสนองต่อความเจ็บปวดมีอย่างแพร่ ิิ หลายในอาณาจักรสัตว์และขยายออกไปนอกเหนือจากสัตว์มีกระดูกสันหลัง (Sherwin 2001) ความเจ็บปวดเป็นตัวกดดันและถ้าไม่ได้รับการบรรเทาก็สามารถนำ�ไปสู่ความกดดันและความทรมาน แก่สตว์ในระดับทียอมรับไม่ได้ นอกจากนี้ ความเจ็บปวดทีไม่ได้รบการบรรเทาอาจนำ�ไปสู่ “การเพิมขึน (wind- ั ่ ่ ั ่ ้ up)” เป็นปรากฎการณ์ซึ่งการกระตุ้นศูนย์ความเจ็บปวด ทำ�ให้เกิดการตอบสนองต่อการกระตุ้นอย่างอื่นที่ไม่ เจ็บปวด (allodynia; Joshi and Ogunnaike 2005) ด้วยเหตุผลเหล่านี้การใช้ยาสลบและยาระงับปวดอย่างถูก ต้องในสัตว์ทดลองเป็นการบังคับทางจริยธรรมและทางวิทยาศาสตร์ การรับรู้และการบรรเทาความเจ็บปวด ในสัตว์ทดลอง (NRC 2009a) เป็นแหล่งข้อมูลเกียวกับพืนฐานและการควบคุมความเครียดและความเจ็บปวด ่ ้ (ดูภาคผนวก ก. การวางยาสลบ ความเจ็บปวด และ ศัลยกรรม) การปฏิบัติขั้นต้นเพื่อการระงับปวดในสัตว์เป็นความสามารถจดจำ�อาการความเจ็บปวดในสัตว์แต่ละ ชนิดโดยเฉพาะ (Bateson 1991; Carstens and moberg 2000; Hawkins 2002; Holton et al. 1998; Hughes and Lang 1983; Karas et al. 2008; Martini et al. 2000; Roughan and Flecknell 2000, 2003, 2004; Sneddon 2006) สัตว์ต่างชนิดมีความแตกต่างในการตอบสนองความเจ็บปวด (Baumans et al. 1994; Kohn et al. 2007; Morton et al. 2005; Viñuela-Fernández et al. 2007) และเกณฑ์เพื่อการประเมินความเจ็บปวด ในสัตว์ตางชนิดจึงแตกต่างกัน หลักเกณฑ์ของรัฐบาลสหรัฐอเมริกาสำ�หรับการดูแลและการใช้สตว์มกระดูกสัน ่ ั ี หลังที่ถูกใช้ในการทดสอบ การวิจัย และการฝึกอบรม (ดูภาคผนวก ข.) กล่าวว่า โดยทั่วไปควรถือว่าวิธีปฏิบัติ ที่เป็นเหตุของความเจ็บปวดในมนุษย์ อาจทำ�ให้เกิดความเจ็บปวดในสัตว์ชนิดอื่นด้วย ยกเว้นว่ามีข้อขัดแย้ง ที่ทราบหรือถูกกำ�หนดไว้แล้ว (IRAC 1985) การแสดงออกทางพฤติกรรมต่อความเจ็บปวดหรือทรมานซึ่งมีเฉพาะสัตว์ในแต่ละชนิดถูกใช้เป็นตัว ชี้วัดความเจ็บปวดและความทรมาน ตัวอย่างเช่น การส่งเสียงร้อง (สุนัข) การเซื่องซึม (สัตว์ทุกชนิด) 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 121 การเบื่ออาหาร (สัตว์ทุกชนิด) การหายใจเร็วหรือหอบ (สัตว์ฟันแทะ นก ปลา) การไม่ท�ความสะอาดขน (สัตว์ ำ เลี้ยงลูกด้วยนม และ นก) ความก้าวร้าวเพิ่มมากขึ้น (สัตว์เลี้ยงลูกด้วยนม และ นก) การมีสารคัดหลั่งที่มีสา รพอร์ไฟริน (porphyrin) เปื้อนรอบตาและจมูก และการไม่เคลื่อนไหว (สัตว์ทุกชนิด) (NRC 2008, 2009a) อย่างไรก็ตาม สัตว์บางชนิดอาจกลบซ่อนอาการเจ็บปวดไว้ได้จนกว่าความเจ็บปวดเพิ่มรุนแรงมาก (NRC 2009a) ดังนัน จึงเป็นสิงจำ�เป็นทีตองฝึกอบรมบุคลากรผูดแลและใช้สตว์ให้คนเคยกับการแสดงอาการอันเป็น ้ ่ ่ ้ ้ ู ั ุ้ ตัวชี้วัดของความเป็นอยู่ที่ดีทางคลินิก พฤติกรรม สรีระและชีวเคมีที่จำ�เพาะของสัตว์ชนิดนั้นและสัตว์ตัวนั้น (Dubner 1987; Karas 2002; Murrell and Johnson 2006; Rose 2006; Stoskopf 1994; Valverde and Gunkel 2005) อาจกำ�หนดว่าการทรมานเป็นภาวะความไม่ชอบซึ่งสัตว์ตัวหนึ่งไม่สามารถจัดการหรือปรับตัวต่อสิ่ง เร้าหลายอย่างทีมอยูแตกต่างกันได้ แต่การทรมานอาจไม่เหนียวนำ�การเปลียนแปลงทางพยาธิหรือพฤติกรรม ่ ี ่ ่ ่ โดยทันใดและเห็นได้ชด จึงเป็นการยากทีจะตรวจสอบและประเมินภาวะของสัตว์เมือทรมานอยู่ ทังระยะเวลา ั ่ ่ ้ และความเข้มของภาวะทรมาน เป็นการพิจารณาทีส�คัญเมือมีความพยายามเพือการใส่ใจลำ�ดับความสำ�คัญ ่ ำ ่ ่ ก่อนหลังและการรักษาสัตว์ ตัวอย่างเช่น การฉีดยาสัตว์จำ�เป็นต้องจับให้อยู่นิ่งชั่วขณะซึ่งอาจทำ�ให้เกิด ความเครียดโดยทันใดนานเพียงสองสามวินาทีเท่านั้น ขณะที่การให้สัตว์สังคมอยู่กรงเดี่ยวเพื่อทดสอบเมตา บอลิซมเป็นเวลานานอาจทำ�ให้ทรมานอย่างเรือรัง การทำ�ตามจุดสินสุดการทดลองทางมนุษยธรรมทีก�หนด ึ ้ ้ ่ ำ ไว้อย่างชัดเจนอย่างเหมาะสมร่วมกับการสังเกตสัตว์อย่างใกล้ชิดในระหว่างช่วงเวลาของการทดลองที่ทำ�ให้ สัตว์เจ็บปวด จะช่วยลดความทรมานในสัตว์จากการทดลอง การสอน การทดสอบและการผลิตให้เหลือน้อย ลง หนังสือ การตระหนักและการบรรเทาความทรมานในสัตว์ทดลอง (NRC 2008) เป็นแหล่งที่มีข้อมูล เกี่ยวกับความทรมานในสัตว์ทดลอง การวางยาสลบและการระงับปวด การเลือกยาระงับปวดหรือยาสลบอย่างเหมาะสมทีสุดควรเป็นการตัดสินใจโดยสัตวแพทย์ผู้เชียวชาญ ่ ่ ซึ่งตอบสนองความต้องการทางคลินิกและมีมนุษยธรรม ตลอดจนความจำ�เป็นของโปรโตคอลการวิจัย อย่างสูงสุด การเลือกขึ้นอยู่กับปัจจัยหลายอย่างได้แก่ ชนิดของสัตว์ อายุ และ สายพันธุ์หรือเชื้อสาย ชนิดและความรุนแรงของความเจ็บปวด ผลกระทบทีเป็นไปได้ของสารชนิดนันๆ ต่อระบบอวัยวะเฉพาะ ระยะ ่ ้ เวลาที่ใช้ในกระบวนการผ่าตัด และความปลอดภัยของสารชนิดใดชนิดหนึ่งต่อระบบอวัยวะต่างๆ ลักษณะ และความยาวนานของศัลยกรรมหรือวิธีปฏิบัติที่ทำ�ให้เจ็บปวด และความปลอดภัยของสารโดยเฉพาะอย่าง ยิ่งถ้าความบกพร่องทางสรีระเกิดขึ้นจากการผ่าตัดหรือการปฏิบัติทางการทดลองอย่างอื่น (Kona-Boun et al 2005) การให้ยาแก้ปวดก่อนการปวด (การให้ยาแก้ปวดก่อนการผ่าตัด และระหว่างการผ่าตัด) ช่วยเสริม เสถียรภาพของสัตว์ป่วย และทำ�ให้เกิดผลดีที่สุดต่อการดูแลหลังการผ่าตัดและความเป็นอยู่ที่ดีของสัตว์โดย การลดความเจ็บปวดหลังการผ่าตัด (Coderre et al. 1993; Hedenqvist et al. 2000) ยาแก้ปวดอาจมีผลทันใด 

122 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง โดยให้ยาทางการกินหรือการฉีด ตลอดจนการสกัดกันการส่งสัญญานการบาดเจ็บด้วยการให้ยาสลบเฉพาะที่ ้ (เช่น ยาบูพิวาเคนbupivacaine) การบรรเทาความเจ็บปวดเรื้อรังอาจเป็นการท้าทายมากกว่าความเจ็บปวดหลังการปฏิบัติ แผ่นปิด ผิวหนังที่มีขายทางการค้าซึ่งมียาฝิ่นปล่อยออกมาช้าๆ หรือยาแก้ปวดที่มีเครื่องปั๊มยาไหลผ่านเยื่อขนาดจิ๋ว ชนิดฝังใต้ผวหนังอาจมีประโยชน์ส�หรับการบรรเทาปวด เพราะการตอบสนองต่อยาแก้ปวดทีแตกต่างเฉพาะ ิ ำ ่ ตัวอย่างกว้างขวางโดยไม่เกียวข้องกับแผนการบรรเทาปวดเบืองต้น สัตว์ควรได้รบการสังเกตุอาการอย่างใกล้ ่ ้ ั ชิดระหว่างหรือหลังจากการปฏิบัติที่เจ็บปวด และควรได้รับยาเพิ่มเติมอีกตามความจำ�เป็น เพื่อให้แน่ใจว่ามี การจัดการแก้ปวดอย่างเหมาะสม (karas et al. 2008; Paul-Murphy et al. 2004) การควบคุมความเจ็บปวด โดยไม่ใช้ยาอาจมีประสิทธิผลและไม่ควรถูกมองข้ามไปโดยเป็นส่วนหนึงของการดูแลหลังการปฏิบตหรือก่อน ่ ั ิ และระหว่างการปฏิบติ (NRC 2009a; Spinelli 1990) การสนับสนุนด้านการพยาบาลอย่างเหมาะสมอาจได้แก่ ั การให้ฟนในทีเงียบ มืด หรือในสถานทีพกฟืน การดูแลแผลและการปิดแผลอย่างทันเวลา การเพิมความอบอุน ื้ ่ ่ ั ้ ่ ่ ของทีอยูและให้พนผิวทีนอนพักซึงนุมสบาย การเสริมสารน้�ทางปากหรือทางหลอดเลือด และการกลับสูการ ่ ่ ื้ ่ ่ ่ ำ ่ กินอาหารตามปกติผ่านการใช้อาหารที่มีความน่ากินหรือให้ของที่ชอบ ยาสลบโดยส่วนใหญ่ทำ�ให้เกิดการกดภาวะสมดุลทางสรีระตามขนาดยาที่ให้ และความเปลี่ยนแปลง สามารถผันแปรตามชนิดของยาทีแตกต่างกัน ระดับของการรูสกตัว ระดับการต้านความรูสกเจ็บปวด (ปราศจาก ่ ้ึ ้ึ การตอบสนองต่อสิงกระตุนความเจ็บปวด) และสถานะของระบบหัวใจหลอดเลือด การหายใจ กล้ามเนือโครง ่ ้ ้ กระดูก และการควบคุมอุณหภูมิร่างกาย ควรใช้ทุกระบบเพื่อประเมินความพอเพียงของตำ�รับยาสลบ การ แปลผลและการตอบสนองอย่างเหมาะสมต่อเกณฑ์กำ�หนดต่างๆซึ่งถูกวัดค่าจำ�ต้องได้รับการฝึกอบรมและ ประสบการณ์เกี่ยวกับตำ�รับยาสลบและชนิดของสัตว์ การหมดสติเกิดขึ้นในระยะต้นของการสลบ ก่อนการ หมดความรูสกเจ็บปวด แต่สงกระตุนความเจ็บปวดสามารถเหนียวนำ�การฟืนกลับไปรูสกตัวได้ การหมดความ ้ ึ ิ่ ้ ่ ้ ้ ึ รูสกเจ็บปวดเกิดขึนทีระยะสลบสำ�หรับการศัลยกรรมและต้องถูกยืนยันก่อนการผ่าตัด การตอบสนองของสัตว์ ้ ึ ้ ่ แต่ละตัวมีความแตกต่าง และปฏิกิริยาการตอบสนองทางสรีระหรือการรับรู้ความเจ็บปวดอาจไม่เพียงพอ สำ�หรับการประเมินระดับของการสลบ หรือ ระดับของการระงับปวด (Mason and Brown 1997) สำ�หรับการให้ยาสลบ เครื่องดมยาสลบชนิดไอระเหย (vaporizers) และเครื่องควบคุมชนิดที่มีความถูก ต้องแม่นยำ� (เช่น เครื่องวัดเพื่อระบุระดับความอิ่มตัวของออกซิเจนในเม็ดเลือดแดง) การเพิ่มความปลอดภัย และชนิดของยาสลบชนิดสูดดมต่างๆ สำ�หรับใช้ในสัตว์ฟันแทะและสัตว์ขนาดเล็ก สำ�หรับวิธีทำ�ให้สลบด้วย การฉีด มีสารต้านฤทธิยาสลบเฉพาะซึงสามารถลดการเกิดผลข้างเคียงต่างๆ ทีเกียวข้องกับการฟืนช้าหรือการ ์ ่ ่ ่ ้ นอนนานเกินไป ข้อแนะนำ�สำ�หรับการเลือกและการใช้ยาแก้ปวดและยาสลบอย่างถูกต้องควรถูกกำ�หนดและ ทบทวนเป็นระยะ และปรับปรุงให้ทันสมัยเมื่อมาตรฐานและเทคนิคถูกระบุ ยาแก้ปวดและยาสลบต้องถูกใช้ ก่อนวันหมดอายุ ยาเหล่านี้ควรถูกจัดหา เก็บ จดบันทึกการใช้และกำ�จัดให้ถูกต้องตามกฎหมายและอย่าง ปลอดภัย ยาจำ�พวกอืนๆ ได้แก่ ยาระงับประสาท ยาลดความกระวนกระวาย และยาขัดขวางระบบประสาทกล้าม ่ เนื้อ อาจมิใช่ยาระงับปวดแต่มีประโยชน์ถ้าถูกใช้ร่วมกับยาระงับปวดและยาสลบชนิดที่เหมาะสม เพื่อให้การ 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 123 สลบทีสมดุลและลดความเครียดซึงเกียวข้องกับการปฏิบตระหว่างการผ่าตัดให้มนอยทีสด บางครังยาขัดขวาง ่ ่ ่ ั ิ ี ้ ่ ุ ้ ระบบประสาทกล้ามเนื้อ (เช่น pancuronium) ถูกใช้เพื่อทำ�ให้กล้ามเนื้อร่างกายเป็นอัมพาตระหว่างการผ่าตัด ขณะที่ได้ให้ยาสลบชนิดทั่วตัวแล้ว (Klein 1987) เพราะว่าการเป็นอัมพาตบดบังอาการและการปฏิกิริยาการ ตอบสนองต่างๆ ทีถกใช้เพือประเมินความลึกของการสลบ การเปลียนแปลงระบบประสาทอัตโนมัติ (เช่น การ ู่ ่ ่ เปลี่ยนแปลงอัตราการเต้นของหัวใจและความดันเลือดอย่างฉับพลัน) สามารถเป็นตัวบ่งชี้ความเจ็บปวดที่ เกียวกับความลึกของการสลบไม่พอเพียง จึงเป็นการบังคับว่าการใช้สารขัดขวางระบบประสาทกล้ามเนือต้อง ่ ้ ถูกประเมินอย่างรอบคอบโดยสัตวแพทย์และIACUC เพือให้ยนยันความเป็นอยูทดของสัตว์ มีความเชือว่าเกิด ่ ื ่ ี่ ี ่ ความเครียดอย่างฉับพลันตามหลังอัมพาตขณะสัตว์ยงรูสกตัวอยู่ และทราบดีวาเกิดขึนมนุษย์ทรสกตัวสามารถ ั ้ึ ่ ้ ี่ ู้ ึ ผจญความทรมานถ้าถูกทำ�ให้เป็นอัมพาตด้วยยาเหล่านี้ (NRC 2008; Van Sluyters and Oberdorfer 1991) ถ้าใช้สารที่ทำ�ให้เกิดอัมพาตควรใช้ยาสลบในปริมาณที่พอเหมาะก่อน บนพื้นฐานของผลของการปฏิบัติเช่น เดียวกันกับการใช้ยาสลบโดยปราศจากสารขัดขวางระบบประสาทกล้ามเนื้อ (NRC 2003, 2008, 2009a) การุณยฆาต การุณยฆาตเป็นการฆ่าสัตว์อย่างมีมนุษยธรรมด้วยวิธซงทำ�ให้สตว์หมดความรูสกตัวอย่างรวดเร็วและ ี ึ่ ั ้ ึ ตายโดยปราศจากความเจ็บปวดหรือการทรมาน ยกเว้นมีการเบียงเบนอย่างใดอย่างหนึงทีได้แสดงว่าสมควร ่ ่ ่ ด้วยเหตุผลทางวิทยาศาสตร์หรือทางการแพทย์ วิธีการต่างๆนี้ควรสอดคล้องกับข้อแนะนำ�เรื่องการุณยฆาต ของสมาคมสัตวแพทย์แห่งสหรัฐอเมริกา (AVMA 2007 หรือฉบับใหม่กว่า) ในการประเมินความเหมาะสม ของวิธการ ควรพิจารณาเกณฑ์บางอย่าง เช่น ความสามารถเหนียวนำ�ให้หมดความรูสก และตายโดยปราศจาก ี ่ ้ึ ความเจ็บปวด หรือมีความเจ็บปวด ทรมาน หรือความกระวนกระวายเพียงครู่เดียวเท่านั้น ความเชื่อถือได้ การไม่ยอนกลับคืน เวลาทีตองการเพือทำ�ให้หมดความรูสก ความจำ�กัดต่อชนิดและอายุสตว์ ความสอดคล้อง ้ ่ ้ ่ ้ ึ ั กับวัตถุประสงค์ของการวิจัย และ ผลต่อความปลอดภัยและอารมณ์ของบุคลากร การุณยฆาตอาจถูกวางแผนไว้และเป็นสิงจำ�เป็นเมือสินสุดการวิจย หรือเป็นวิธเพือระงับความเจ็บปวด ่ ่ ้ ั ี ่ หรือการทรมานที่ไม่สามารถบรรเทาได้ด้วยยาระงับปวด ยากดประสาท หรือวิธีรักษาอื่นๆ เกณฑ์ส�หรับกา ำ รุณยฆาต ได้แก่ จุดสิ้นสุดเฉพาะของโปรโตคอล (เช่น ระดับความบกพร่องทางกายภาพ หรือทางพฤติกรรม หรือขนาดของเนื้องอก) จะมอบหมายอำ�นาจตัดสินใจโดยทันทีให้สัตวแพทย์และนักวิจัย เพื่อให้แน่ใจว่าจุด สุดท้ายของงานวิจยมีมนุษยธรรมและเมือใดทีท�ได้สามารถบรรลุวตถุประสงค์ทางวิทยาศาสตร์ของโปรโตคอล ั ่ ่ ำ ั วิธการุณยฆาตทีมมาตรฐานซึงทำ�นายผลและควบคุมได้ ควรถูกพัฒนาและเห็นควรโดย AV และ IACUC ี ่ ี ่ ควรทำ�การุณยฆาตด้วยวิธีที่หลีกเลี่ยงการทรมานสัตว์ ระบบต่างๆที่ควบคุมและกำ�หนดระดับความลึกของ การให้สารไอระเหยได้โดยอัตโนมัตอาจให้ขอได้เปรียบหลายอย่างสำ�หรับการฆ่าน้อยครัง หรือทำ�เป็นจำ�นวน ิ ้ ้ มาก เช่น สัตว์ฟันแทะ (McIntyre et al. 2007) ควรให้การพิจารณาเป็นพิเศษสำ�หรับการุณยฆาตของลูกสัตว์ ในท้องหรือในระยะตัวอ่อนโดยขึ้นอยู่กับชนิดของสัตว์และอายุการตั้งท้อง (Artwohl et al. 2006) การเลือกสารและวิธีเฉพาะต่างๆ เพื่อการุณยฆาตจะขึ้นอยู่กับชนิดของสัตว์ที่เกี่ยวข้อง อายุของสัตว์ และวัตถุประสงค์ของโปรโตคอล โดยทั่วไปสารเคมีต่างๆ (เช่น ยาพวกบาบิทูเรท ยาสลบชนิดสูดดมที่ไม่ทำ�ให้ 

124 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง เกิดการระเบิด) มักเป็นที่ยอมรับมากกว่าวิธีทางกายภาพ (เช่น การดึงข้อต่อคอให้หลุด การตัดหัว และการใช้ วิธียิงทะลุด้วยปืน) อย่างไรก็ตามการคำ�นึงทางวิทยาศาสตร์อาจขัดขวางการใช้สารเคมีสำ�หรับบางโปรโตคอล ถึงแม้ว่าก๊าซคาร์บอนไดออกไซด์ (CO2) เป็นวิธีที่มักใช้เพื่อการุณยฆาตในสัตว์ฟันแทะ กำ�ลังมีข้อโต้ เถียงเกี่ยวกับคุณสมบัติที่ไม่น่าพอใจในการใช้เป็นสารสูดดมเพื่อการุณยฆาต นี่เป็นหัวข้อที่กำ�ลังมีการทำ�การ วิจัยอย่างกระตือรือร้น (Conlee et al. 2005; Danneman et al. 1997; Hackbarth et al. 2000; Kirkden et al. 2008; Leach et al. 2002; Niel et al. 2008) และจำ�เป็นต้องมีการศึกษาเพิ่มเติมอีกเพื่อการทำ�ให้วิธีกา รุณยฆาตสำ�หรับสัตว์ฟันแทะด้วย CO2 ได้ผลลัพธ์ที่ดีที่สุด (Hawkins et al. 2006) การยอมรับ CO2 เป็นสาร สูดดมเพือการุณยฆาตสำ�หรับสัตว์ฟนแทะควรถูกประเมินเมือมีขอมูลใหม่ๆ นอกจากนี้ เพราะว่า ลูกสัตว์แรก ่ ั ่ ้ คลอดมีความทนต่อการขาดอากาศทีเป็นผลเหนียวนำ�ของ CO2 และต้องการให้มเวลาการสูดดมนานมากขึน ่ ่ ี ้ (Artwohl et al. 2006) ควรพิจารณาวิธีทางเลือกอื่นๆ (เช่น การฉีดด้วยสารเคมี การดึงข้อต่อคอให้หลุดหรือ การตัดหัว Klaunberg et al. 2004; Pritchett-Corning 2009) นับเป็นสิ่งจำ�เป็นที่การุณยฆาตต้องทำ�โดยบุคคลากรผู้มีความชำ�นาญในวิธีปฏิบัติสำ�หรับสัตว์ชนิดที่ เป็นปัญหา และปฏิบตอย่างมืออาชีพและด้วยความเมตตา ต้องใส่ใจเป็นพิเศษเพือให้มนใจว่ามีความชำ�นาญ ั ิ ่ ั่ เมื่อใช้วิธีการุณยฆาตทางกายภาพ ต้องยืนยันการตายโดยบุคลากรผู้ถูกฝึกอบรมให้รู้จักการยุติสัญญาณชีพ ต่างๆ ของสัตว์ชนิดที่ถูกทำ�การุณยฆาต สามารถใช้วิธีการุณยฆาตลำ�ดับสอง (เช่น การเปิดช่องอกหรือการ ทำ�ให้เลือดออกหมดตัว) เพื่อให้มั่นใจว่าสัตว์ตาย วิธีการุณยฆาตทั้งหมดควรถูกทบทวนและอนุมัติโดย สัตวแพทย์และ IACUC การทำ�การุณยฆาตสัตว์เป็นความลำ�บากทางใจของผูดแลสัตว์ บุคลากรทางสัตวแพทย์และผูท�งานวิจย ้ ู ้ ำ ั บางท่าน โดยเฉพาะอย่างยิ่งถ้าเขาเหล่านั้นเกี่ยวข้องในการทำ�การุณยฆาตซ้ำ�แล้วซ้ำ�อีก หรือถ้าเขามีความ ผูกพันทางอารมณ์กับสัตว์ที่ถูกการุณยฆาต (Arluk 1990; NRC 2008; Rollin 1986; Wolfle 1985) เมื่อมอบ หมายหน้าที่ให้รับผิดชอบการุณยฆาต หัวหน้างานควรตระหนักถึงความสะเทือนใจต่อประเด็นนี้ เอกสารอ้างอิง Anderson LC. 2007. Institutional and IACUC responsibilities for animal care and use education and training programs. ILAR J 48:90-95. ACLAM [American College of Laboratory Animal Medicine]. 2001. Position Statement on Rodent Surgery. Available at www.aclam.org/education/guidelines/position_rodentsurgery. html; accessed January 7, 2010. AORN [Association of Operating Room Nurses]. 2006. Recommended practices for traffic patterns in the perioperative practice setting. AORN J 83:681-686. Arluke A. 1990. Uneasiness among laboratory technicians. Lab Anim 19:20-39. Arluke A. 1990. Uneasiness among laboratory technicians. lab Anim 19: 20-39 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 125 Arndt SS, Lohavech D, van’t Klooster J, Ohl F. 2010. Co-species housing in mice and rats: Effects on physiological and behavioural stress responsivity. Horm Behav 57:342-351. Artwohl J, Brown P, Corning B, Stein S (ACLAM Task Force). 2006. Report of the ACLAM Task Force on Rodent Euthanasia. JAALAS 45:98-105. ASR [Academy of Surgical Research]. 2009. Guidelines for training in surgical research with animals. J Invest Surg 22:218-225. AVMA [American Veterinary Medical Association]. 2002. A Report from the American Veterinary Medical Association Animal Air Transportation Study Group. Schaumburg, IL: AVMA. AVMA. 2007. AVMA Guidelines on Euthanasia. Schaumburg, IL: AVMA. Ayliffe GAJ. 1991. Role of the environment of the operating suite in surgical wound infection. Rev Infect Dis 13(Suppl 10):S800-S804. Balaban RS, Hampshire VA. 2001. Challenges in small animal noninvasive imaging. ILAR J 42:248-262. Barahona H, Melendez LV, Hunt RD, Forbes M, Fraser CEO, Daniel MD. 1975. Experimental horizontal transmission of herpesvirus saimiri from squirrel monkeys to an owl monkey. J Infect Dis 132:694-697. Bartley JM. 1993. Environmental control: Operating room air quality. Today’s OR Nurse 15:11-18. Bateson P. 1991. Assessment of pain in animals. Anim Behav 42:827-839. Baumans V, Brain PF, Brugere H, Clausing P, Jeneskog T, Perretta G. 1994. Pain and distress in laboratory rodents and lagomorphs. Lab Anim 28:97-112. Beamer TC. 1972. Pathological changes associated with ovarian transplantation. In: 44th Annual Report of the Jackson Laboratory, Bar Harbor, Maine. Belkin NJ. 1992. Barrier materials, their influence on surgical wound infections. AORN J 55:1521-1528. Berg J. 1993. Sterilization. In: Slatter D, ed. Textbook of Small Animal Surgery, 2nd ed. Philadelphia: WB Saunders. p 124-129. Bernal J, Baldwin M, Gleason T, Kuhlman S, Moore G, Talcott M. 2009. Guidelines for rodent survival surgery. J Invest Surg 22:445-451. Besselsen DG, Franklin CL, Livingston RS, Riley LK. 2008. Lurking in the shadows: Emerging rodent infectious diseases. ILAR J 49:277-290. Bradfield JF, Schachtman TR, McLaughlin RM, Steffen EK. 1992. Behavioral and physiological effects of inapparent wound infection in rats. Lab Anim Sci 42:572-578. Brown MJ. 1994. Aseptic surgery for rodents. In: Niemi SM, Venable JS, Guttman HN, eds. Rodents and Rabbits: Current Research Issues. Bethesda, MD: Scientists Center for Animal Welfare. p 67-72. Brown MJ, Schofield JC. 1994. Perioperative care. In: Bennett BT, Brown MJ, Schofield JC, eds. Essentials for Animal Research: A Primer for Research Personnel. Washington: National Agricultural Library. p 79-88. Brown MJ, Pearson PT, Tomson FN. 1993. Guidelines for animal surgery in research and teaching. Am J Vet Res 54:1544-1559. Butler TM, Brown BG, Dysko RC, Ford EW, Hoskins DE, Klein HJ, Levin JL, Murray KA, Rosenberg DP, Southers JL, Swenson RB. 1995. Medical management. In: Bennett BT, Abee CR, Hendrickson R, eds. Nonhuman Primates in Biomedical Research: Biology and Management. San Diego: Academic Press. p 255-334. Callahan BM, Hutchinson KA, Armstrong AL, Keller LSF. 1995. A comparison of four methods for sterilizing surgical instruments for rodent surgery. Contemp Top Lab Anim Sci 34:57-60. Capitanio JP, Kyes RC, Fairbanks LA. 2006. Considerations in the selection and conditioning of Old World monkeys for laboratory research: Animals from domestic sources. ILAR J 47:294-306. 

126 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง Carstens E, Moberg GP. 2000. Recognizing pain and distress in laboratory animals. ILAR J 41:62-71. Chamberlain GV, Houang E. 1984. Trial of the use of masks in gynecological operating theatre. Ann R Coll Surg Engl 66:432-433. Clifford CB, Watson J. 2008. Old enemies, still with us after all these years. ILAR J 49:291-302. Coderre TJ, Katz J, Vaccarino AL, Melzack R. 1993. Contribution of central neuroplasticity to pathological pain: Review of clinical and experimental evidence. Pain 52:259-285. Conlee KM, Stephens ML, Rowan AN, King LA. 2005. Carbon dioxide for euthanasia: Concerns regarding pain and distress, with special reference to mice and rats. Lab Anim (NY) 39:137-161. Conour LA, Murray KA, Brown MJ. 2006. Preparation of animals for research: Issues to consider for rodents and rabbits. ILAR J 47:283-293. Cooper DM, McIver R, Bianco R. 2000. The thin blue line: A review and discussion of aseptic technique and postprocedural infections in rodents. Contemp Top Lab Anim Sci 39:27-32. Cunliffe-Beamer TL. 1983. Biomethodology and surgical techniques. In: Foster HL, Small JD, Fox JG, eds. The Mouse in Biomedical Research, vol III: Normative Biology, Immunology and Husbandry. New York: Academic Press. p 419-420. Cunliffe-Beamer TL. 1990. Surgical techniques. In: Guttman HN, ed. Guidelines for the Well-Being of Rodents in Research. Bethesda, MD: Scientists Center for Animal Welfare. p 80-85. Cunliffe-Beamer TL. 1993. Applying principles of aseptic surgery to rodents. AWIC Newsletter 4:3-6. Danneman PJ, Stein S, Walshaw SO. 1997. Humane and practical implications of using carbon dioxide mixed with oxygen for anesthesia or euthanasia of rats. Lab Anim Sci 47:376-385. Dardai E, Heavner JE. 1987. Respiratory and cardiovascular effects of halothane, isoflurane and enflurane delivered via a Jackson-Rees breathing system in temperature controlled and uncontrolled rats. Meth Find Exptl Clin Pharmacol 9:717-720. Devitt CM, Cox RE, Hailey JJ. 2005. Duration, complications, stress, and pain of open ovar- iohysterectomy versus a simple method of laparoscopic-assisted ovariohysterectomy in dogs. JAVMA 227:921-927. DOI [Department of the Interior]. 2007. Revision of Regulations Implementing the Convention on International Trade in Endangered Species of Wild Fauna and Flora (CITES) (50 CFR Parts 10, 13, 17, and 23). Available at www.fws.gov/policy/library/2007/07-3960.pdf; accessed April 8, 2010. Dubner R. 1987. Research on pain mechanisms in animals. JAVMA 191:1273-1276. FASS [Federation of Animal Science Societies]. 2010. Transport. In: Guide for the Care and Use of Agricultural Animals in Research and Teaching, 3rd ed. Champlain, IL: FASS. p. 54. Field K, Bailey M, Foresman LL, Harris RL, Motzel SL, Rockar RA, Ruble G, Suckow MA. 2007. Medical records for animals used in research, teaching and testing: Public statement from the American College of Laboratory Animal Medicine. ILAR J 48:37-41. Flegal MC, Fox LK, Kuhlman SM. 2009. Principles of anesthesia monitoring: Respiration. J Invest Surg 22:452-454. Fox LK, Flegal MC, Kuhlman SM. 2008. Principles of anesthesia monitoring: Body temperature. J Invest Surg 21:373-374. Gentry SJ, French ED. 1994. The use of aseptic surgery on rodents used in research. Contemp Top Lab Anim Sci 33:61-63. Hackbarth H, Kuppers N, Bohnet W. 2000. Euthanasia of rats with carbon dioxide: Animal welfare aspects. Lab Anim 34:91-96. 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 127 Haines DC, Gorelick PL, Battles JK, Pike KM, Anderson RJ, Fox JG, Taylor NS, Shen Z, Dewhirst FE, Anver MR, Ward JM. 1998. Inflammatory large bowel disease in immunodeficient rats naturally and experimentally infected with Helicobacter bilis. Vet Pathol 35:202-208. Hancock RB, Lanz OI, Waldron DR, Duncan RB, Broadstone RV, Hendrix PK. 2005. Comparison of postoperative pain after ovariohysterectomy by harmonic scalpel-assisted laparoscopy compared with median celiotomy and ligation in dogs. Vet Surg 34:273-282. Haskins SC, Eisele PH. 1997. Postoperative support and intensive care. In: Kohn DF, Wixson SK, White WJ, Benson GJ, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. New York: Academic Press. p 381-382. Hawkins P. 2002. Recognizing and assessing pain, suffering and distress in laboratory animals: A survey of current practice in the UK with recommendations. Lab Anim 36:378-395. Hawkins P, Playle L, Golledge H, Leach M, Banzett R, Coenen A, Cooper J, Danneman P, Flecknell P, Kirkden R, Niel L, Raj M. 2006. Newcastle Consensus Report on Carbon Dioxide Euthanasia of Laboratory Animals. Available at www.nc3rs.org.uk/downloaddoc. asp?id=416andpage=292andskin=0; accessed April 10, 2010. Hedenqvist P, Roughan JV, Flecknell PA. 2000. Effects of repeated anaesthesia with ketamine/ medetomidine and of pre-anaesthetic administration of buprenorphine in rats. Lab Anim 34:207-211. Heon H, Rousseau N, Montgomery J, Beauregard G, Choiniere M. 2006. Establishment of an operating room committee and a training program to improve aseptic techniques for rodent and large animal surgery. JAALAS 45:58-62. Hirsch VM, Zack PM, Vogel AP, Johnson PR. 1991. Simian immunodeficiency virus infection of macaques: End-stage disease is characterized by wide-spread distribution of proviral DNA in tissues. J Infect Dis 163:976-988. Hofmann LS. 1979. Preoperative and operative patient management. In: Wingfield WE, Rawl- ings CA, eds. Small Animal Surgery: An Atlas of Operative Technique. Philadelphia: WB Saunders. p 14-22. Holton LL, Scott EM, Nolan AM, Reid J, Welsh E, Flaherty D. 1998. Comparison of three methods used for assessment of pain in dogs. JAVMA 212:61-66. Huerkamp MJR. 2002. Alcohol as a disinfectant for aseptic surgery of rodents: Crossing the thin blue line? Contemp Top Lab Anim Sci 41:10-12. Hughes HC, Lang CM. 1983. Control of pain in dogs and cats. In: Kitchell RL, Erickson HH, eds. Animal Pain: Perception and Alleviation. Bethesda, MD: American Physiological Society. p 207-216. Hunt RD, Melendez LV. 1966. Spontaneous herpes-T infection in the owl monkey (Aotus trivirgatus). Pathol Vet 3:1-26. IATA [International Air Transport Association]. 2009. Live Animal Regulations (LAR), 36th ed. Available at www.iata.org/ps/publications/Pages/live-animals.aspx; accessed May 15, 2010. IRAC [Interagency Research Animal Committee]. 1985. U.S. Government Principles for Utilization and Care of Vertebrate Animals Used in Testing, Research, and Training. Federal Register, May 20. Washington: Office of Science and Technology Policy. Jacoby RO, Lindsey R. 1998. Risks of infections among laboratory rats and mice at major biomedical research institutions. ILAR J 39:266-271. Joshi G, Ogunnaike B. 2005. Consequences of inadequate postoperative pain relief and chronic persistent postoperative pain. Anesthesiol Clin North America 23:21-36. Kagan KG. 1992a. Aseptic technique. Vet Tech 13:205-210. Kagan KG. 1992b. Care and sterilization of surgical equipment. Vet Tech 13:65-70. 

128 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง Kagira JM, Ngotho M, Thuita JK, Maina NW, Hau J. 2007. Hematological changes in vervet monkeys (Chlorocebus aethiops) during eight months’ adaptation to captivity. Am J Primatol 69:1053-1063. Karas AZ. 2002. Postoperative analgesia in the laboratory mouse, Mus musculus. Lab Anim (NY) 31:49-52. Karas A, Danneman P, Cadillac J. 2008. Strategies for assessing and minimizing pain. In: Fish R, Brown M, Danneman P, Karas A, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. San Diego: Academic Press. p 195-218. Kirkden RD, Niel L, Stewart SA, Weary DM. 2008. Gas killing of rats: The effect of supplemental oxygen on aversion to carbon dioxide. Anim Welf 17:79-87. Klaunberg BA, O’Malley J, Clark T, Davis JA. 2004. Euthanasia of mouse fetuses and neonates. Contemp Top Lab Anim Sci 43:29-34. Klein L. 1987. Neuromuscular blocking agents. In: Short CE, ed. Principles and Practice of Veterinary Anesthesia. Baltimore: Williams and Wilkins. p 134-153. Klement P, del Nido PJ, Mickleborough L, MacKay C, Klement G, Wilson GJ. 1987. Techniques and postoperative management for successful cardiopulmonary bypass and open-heart surgery in dogs. JAVMA 190:869-874. Kohn DF, Martin TE, Foley PL, Morris TH, Swindle MM, Vogler GA, Wixson SK. 2007. Public statement: Guidelines for the assessment and management of pain in rodents and rabbits. JAALAS 46:97-108. Kona-Boun JJ, Silim A, Troncy E. 2005. Immunologic aspects of veterinary anesthesia and analgesia. JAVMA 226:355-363. Kuhlman SM. 2008. Principles of anesthesia monitoring: Introduction. J Invest Surg 21:161-162. Landi MS, Kreider JW, Lang CM, Bullock LP. 1982. ffects of shipping on the immune function in mice. Am J Vet Res 43:1654-1657. Leach MC, Bowell VA, Allan TF, Morton DB. 2002. Aversion to gaseous euthanasia agents in rats and mice. Comp Med 52:249-257. Lerche NW, Yee JL, Capuano SV, Flynn JL. 2008. New approaches to tuberculosis surveillance in nonhuman primates. ILAR J 49:170-178. Lovaglio J, Lawson PT. 1995. A draping method for improving aseptic technique in rodent surgery. Lab Anim (NY) 24:28-31. Maggio-Price L, Shows D, Waggie K, Burich A, Zeng W, Escobar S, Morrissey P, Viney JL. 2002. Helicobacter bilis infection accelerates and H. hepaticus infection delays the de- velopment of colitis in multiple drug resistance-deficient (mdr1a−/−) mice. Am J Pathol 160:739-751. Maher JA, Schub T. 2004. Laboratory rodent transportation supplies. Lab Animal 33(8):29-32. Mangram AJ, Horan ML, Pearson L, Silver C, Jarvis WR. 1999. Guidelines for prevention of surgical site infection, 1999. Infect Control Hosp Epidemiol 20:247-278. Martini L, Lorenzini RN, Cinotti S, Fini M, Giavaresi G, Giardino R. 2000. Evaluation of pain and stress levels of animals used in experimental research. J Surg Res 88:114-119. Mason DE, Brown MJ. 1997. Monitoring of anesthesia. In: Kohn DF, Wixson SK, White WJ, Benson GJ, eds. Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. San Diego: Academic Press. McIntyre AR, Drummond RA, Riedel ER, Lipman NS. 2007. Automated mouse euthanasia in an individually ventilated caging system: System development and assessment. JAALAS 46:65-73. McWilliams RM. 1976. Divided responsibilities for operating room asepsis: The dilemma of technology. Med Instrum 10:300-301. 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 129 Morton CM, Reid J, Scott EM, Holton LL, Nolan AM. 2005. Application of a scaling model to establish and validate an interval level pain scale for assessment of acute pain in dogs. Am J Vet Res 66:2154-2166. Murphey-Corb M, Martin LN, Rangan SRS, Baskin GB, Gormus BJ, Wolf RH, Andes WA, West M, Montelaro RC. 1986. Isolation of an HTLV-III-related retrovirus from macaques with simian AIDS and its possible origin in asymptomatic mangabeys. Nature 321:435-437. Murphy BL, Maynard JE, Krushak DH, Fields RM. 1971. Occurrence of a carrier state for Herpesvirus tamarinus in marmosets. Appl Microbiol 21:50-52. Murrell JC, Johnson CB. 2006. Neurophysiological techniques to assess pain in animals. J Vet Pharmacol Ther 29:325-335. Nicklas W, Kraft V, Meyer B. 1993. Contamination of transplantable tumors, cell lines, and monoclonal antibodies with rodent viruses. Lab Anim Sci 43:296-299. Niel L, Stewart SA, Weary DM. 2008. Effect of flow rate on aversion to gradual fill carbon dioxide exposure in rats. Appl Animl Behav Sci 109:77-84. NRC [National Research Council]. 1991a. Barrier programs. In: Infectious Diseases of Mice and Rats. Washington: National Academy Press. p 17-20. NRC. 1991b. Individual disease agents and their effects on research. In: Infectious Diseases of Mice and Rats. Washington: National Academy Press. p 31-256. NRC. 1991c. Health surveillance programs. In: Infectious Diseases of Mice and Rats. Washington: National Academy Press. p 21-27. NRC. 1996. Rodents: Laboratory Animal Management. Washington: National Academy Press. NRC. 2003. Guidelines for the Care and Use of Mammals in Neuroscience and Behavioral Research. Washington: National Academies Press. NRC. 2006. Guidelines for the Humane Transportation of Research Animals. Washington: National Academies Press. NRC. 2008. Recognition and Alleviation of Distress in Laboratory Animals. Washington: National Academies Press. NRC. 2009a. Recognition and Alleviation of Pain in Laboratory Animals. Washington: National Academies Press. NRC. 2009b. Scientific and Humane Issues in the Use of Random Source Dogs and Cats in Research. Washington: National Academies Press. Obernier JA, Baldwin RL. 2006. Establishing an appropriate period of acclimatization following transportation of laboratory animals. ILAR J 47:364-369. Otto G, Tolwani RJ. 2002. Use of microisolator caging in a risk-based mouse import and quarantine program: A retrospective study. Contemp Top Lab Anim Sci 41:20-27. Paul-Murphy J, Ludders JW, Robertson SA, Gaynor JS, Hellyer PW, Wong PL. 2004. The need for a cross-species approach to the study of pain in animals. JAVMA 224:692-697. Pereira LJ, Lee GM, Wade KJ. 1990. The effect of surgical handwashing routines on the micro- bial counts of operating room nurses. Am J Infect Control 18:354-364. Perret-Gentil M, Sinanan M, Dennis MB Jr, Horgan S, Weyhrich J, Anderson D, Hudda K. 1999. Videoendoscopy: An effective and efficient way to perform multiple visceral biopsies in small animals. J Invest Surg 12:157-165. Perret-Gentil MI, Sinanan MN, Dennis MB Jr, Anderson DM, Pasieka HB, Weyhrich JT, Birkebak TA. 2000. Videoendoscopic techniques for collection of multiple serial intraabdominal biopsy specimens in HIV-negative and HIV-positive pigtail macaques (Macaca nemestrina). J Invest Surg 13:181-195. Peterson NC. 2008. From bench to cageside: Risk assessment for rodent pathogen contamination of cells and biologics. ILAR J 49:310-315. Prasad SB, Gatmaitan R, O’Connell RC. 1978. Effect of a conditioning method on general safety test in guinea pigs. Lab Anim Sci 28:591-593. 

130 ข้อแนะน�ำส�ำหรับการดูแลและการใช้สัตว์ทดลอง Pritchett-Corning KR. 2009. Euthanasia of neonatal rats with carbon dioxide. JAALAS 48:23-27. Pritchett-Corning KR, Chang FT, Festing MF. 2009. Breeding and housing laboratory rats and mice in the same room does not affect the growth or reproduction of either species. JAALAS 48:492-498. Renquist D. 1990. Outbreak of simian hemorrhagic fever. J Med Primatol 19:77-79. Ritter MA, Marmion P. 1987. The exogenous sources and controls of microorganisms in the operating room. Orthop Nurs 7:23-28. Roberts RA, Andrews K. 2008. Nonhuman primate quarantine: Its evolution and practice. ILAR J 49:145-156. Robertshaw D. 2004. Temperature regulation and the thermal environment. In: Duke’s Physiology of Domestic Animals, 12th ed. WO Reese, ed. Ithaca, NY: Cornell University Press. Robinson V, Anderson S, Carver JFA, Francis RJ, Hubrecht R, Jenkins E, Mathers KE, Raymond R, Rosewell I, Wallace J, Wells DJ. 2003. Refinement and reduction in production of genetically modified mice. Sixth report of the BVAAWF/FRAME/RSPCA/UFAW Joint Working Group on Refinement. Lab Anim 37(Suppl 1):S1-S51. Available at www.lal.org. uk/pdffiles/Transgenic.pdf; accessed January 7, 2010. Rollin B. 1986. Euthanasia and moral stress. In: DeBellis R, ed. Loss, Grief and Care. Binghamton NY: Haworth Press. Rose JD. 2002. The neurobehavioral nature of fishes and the question of awareness and pain. Rev Fish Sci 10:1-38. Roughan JV, Flecknell PA. 2000. Behavioural effects of laparotomy and analgesic effects of ketoprofen and carprofen in rats. Pain 90:65-74. Roughan JV, Flecknell PA. 2003. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain 7:397-406. Roughan JV, Flecknell PA. 2004. Behaviour-based assessment of the duration of laparotomy- induced abdominal pain and the analgesic effects of carprofen and buprenorphine in rats. Behav Pharmacol 15:461-472. Rutala WA. 1990. APIC guideline for selection and use of disinfectants. Am J Infect Contr18:99-117. Sanhouri AA, Jones RS, Dobson H. 1989. The effects of different types of transportation on plasma cortisol and testosterone concentrations in male goats. Br Vet J 145:446-450. Schofield JC. 1994. Principles of aseptic technique. In: Bennett BT, Brown MJ, Schofield JC, eds. Essentials for Animal Research: A Primer for Research Personnel. Washington: National Agricultural Library. p 59-77. Schonholtz GJ. 1976. Maintenance of aseptic barriers in the conventional operating room. J Bone Joint Surg 58:439-445. Schrama JW, van der Hel W, Gorssen J, Henken AM, Verstegen MW, Noordhuizen JP. 1996. Required thermal thresholds during transport of animals. Vet Q 18(3):90-95. Sherwin CM. 2001. Can invertebrates suffer? Or, how robust is argument by analogy? Anim Welf 10:103-118. Slattum MM, Maggio-Price L, DiGiacomo RF, Russell RG. 1991. Infusion-related sepsis in dogs undergoing acute cardiopulmonary surgery. Lab Anim Sci 41:146-150. Sneddon LU. 2006. Ethics and welfare: Pain perception in fish. Bull Eur Assoc Fish Pathol 26:6-10. Spinelli J. 1990. Preventing suffering in laboratory animals. In: Rollin B, Kesel M, eds. The Experimental Animal in Biomedical Research, vol I: A Survey of Scientific and Ethical Issues for Investigators. Boca Raton, FL: CRC Press. p 231-242. Stevens CA, Dey ND. 2007. A program for simulated rodent surgical training. Lab Anim (NY) 36:25-31. 

การดูแลทางการสัตวแพทย์ 131 Stoskopf MK. 1994. Pain and analgesia in birds, reptiles, amphibians, and fish. Invest Ophthalmol Vis Sci 35:775-780. Suckow MA, Doerning BJ. 2007. Assessment of Veterinary Care. In: Silverman J, Suckow MA, Murthy S, eds. The IACUC Handbook, 2nd ed. Boca Raton, FL: CRC Press. Tuli JS, Smith JA, Morton DB. 1995. Stress measurements in mice after transportation. Lab Anim 29:132-138. UFAW [Universities Federation for Animal Welfare]. 1989. Surgical procedures. In: Guidelines on the Care of Laboratory Animals and Their Use for Scientific Purposes III. London. p 3-15. USDA [US Department of Agriculture]. 1985. 9 CFR 1A. (Title 9, Chapter 1, Subchapter A): Animal Welfare. Available at http://ecfr.gpoaccess.gov/cgi/t/text/text-idx?sid=8314313bd 7adf2c9f1964e2d82a88d92andc=ecfrandtpl=/ecfrbrowse/Title09/9cfrv1_02.tpl; accessed January 14, 2010. USDA. 1997. APHIS Policy #3, “Veterinary Care” (July 17, 1997). Available at www.aphis. usda.gov/animal_welfare/downloads/policy/policy3.pdf; accessed January 9, 2010. Valverde A, Gunkel CI. 2005. Pain management in horses and farm animals. J Vet Emerg Crit Care 15:295-307. Van Sluyters RC, Oberdorfer MD, eds. 1991. Preparation and Maintenance of Higher Mammals During Neuroscience Experiments. Report of a National Institutes of Health Workshop. NIH No. 91-3207. Bethesda, MD. Viñuela-Fernández I, Jones E, Welsh EM, Fleetwood-Walker SM. 2007. Pain mechanisms and their implication for the management of pain in farm and companion animals. Vet J 174:227-239. Waynforth HB. 1980. Experimental and Surgical Technique in the Rat. London: Academic Press. Waynforth HB. 1987. Standards of surgery for experimental animals. In: Tuffery AA, ed. Laboratory Animals: An Introduction for New Experimenters. Chichester: Wiley-Interscience. p 311-312. Whyte W. 1988. The role of clothing and drapes in the operating room. J Hosp Infect 11(Suppl C):2-17. Wolfle TL. 1985. Laboratory animal technicians: Their role in stress reduction and human- companion animal bonding. Vet Clin N Am Small Anim Pract 15:449-454.